Podmienky chovu pokusných zvierat majú pre toxikologické pokusy nemalý význam. Chov zvierat v podmienkach, ktoré im spôsobujú stres (samotka v peračníku, hrubé obmedzenie v nefyziologickej polohe) vedie k zvýšenej toxicite. Zmeny v strave tiež ovplyvňujú mieru toxicity.

Pre experimentálne štúdie v toxikologických laboratóriách sa potkany Wistar alebo biele outbredné potkany, čo sú albíny čiernych (Rattus rattus) a sivých (Pasyuk - Rattus norvegicus) potkanov, ako aj biele myši, ktoré sú albínmi myši domácej (Mus musculus) , sa používajú. Potkany aj myši patria do rovnakého radu hlodavcov (Rodentia), čeľade myší (Muridae).

Dôležitou výhodou bielych potkanov ako laboratórnych zvierat je, že sú celkom odolné voči infekčným chorobám a produkujú veľké vrhy.

Biele potkany sa chovajú v miestnostiach s dobrým vetraním, dostatočným osvetlením a rovnomernou teplotou - 20-22 * C. Laboratórne potkany dobre neznášajú chlad. Vlhkosť vzduchu v priestoroch by nemala presiahnuť 40-45%.

Ako podstielka pre zvieratá sa používajú hrubé piliny, drvená rašelina alebo slama alebo útržky papiera a handry. Klietky sú udržiavané riadne čisté. Musia byť vždy suché, čisté a dobre vetrané. Nedovoľte, aby sa v nich hromadil moč a výkaly.

Okrem každodenného čistenia sa klietky dvakrát do mesiaca dôkladne umyjú a dezinfikujú. Bunky je najlepšie dezinfikovať vriacou vodou, horúcim 5-10% roztokom žieraviny alebo antimikrobiálnymi prostriedkami, ako je bielidlo, kreolín, chlorid ortutnatý, formaldehyd atď.

Potkany sú všežravce, takže ich strava nemôže byť obmedzená len na rastlinnú potravu. Potkany, ktoré nedostávajú živočíšne produkty (mlieko, mäso, mäsokostná múčka), minerály a vitamíny v potrebnom množstve, prestávajú rásť.

Denná potreba potravy dospelého potkana je v priemere 30-32 g, z toho 25 g zmiešanej potravy a 5-7 g zeleniny.

Potkany sa zvyčajne kŕmia 2 krát denne. Vzhľadom na to, že potkany sú nočné zvieratá a jedia v tme, prevažnú časť potravy podávať večer, cca o 20. hod.. Neodporúča sa náhle meniť potravný režim, potkany by si mali zvyknúť na nové jedlo postupne. Pitná voda musí byť čistá a čerstvá, odporúča sa použiť prevarenú vodu. Je tiež potrebné postupne nahradiť vodu mliekom, inak zvieratá odmietajú jesť a ochorejú.

že myši sú citlivejšie na teplotné výkyvy, zmeny v potrave a infekčné choroby (najmä salmonelózu). U myší sa v oveľa väčšej miere ako u potkanov prejavuje „sociálna“ hierarchia v skupine - boj o vedenie, v dôsledku čoho sa neodporúča meniť zloženie myších E buniek.

Denná potreba potravy dospelej myši je v priemere 9,5 – 10 g zmiešanej potravy a 1 – 2 g zeleniny.

Ryža. 1. Operácia izolácie a kríženia vetiev vratných nervov na vytvorenie tichého štekania u psov.
1. ľavý lalok štítnej žľazy; 2 - veková vetva vagusového nervu; 3 - ľavý sternohyoidný sval (stiahnutý hákom); 4 - pažerák; 5-priedušnica.

Miestnosť, kde sa nachádzajú klietky so zvieratami, musí byť dobre vetraná, relatívna vlhkosť vzduchu by mala byť v rozmedzí 40-45%. Aj pri prívodnom a odťahovom vetraní sa v záujme zníženia obsahu čpavku a živočíšnych odpadových látok v ovzduší odporúča použiť rašelinovú podstielku alebo piliny s prídavkom superfosfátu. Proces zberu buniek môže byť automatizovaný; čistenie sa vykonáva 1-2 krát denne.
Na prednú stenu klietky nainštalujú kŕmidlo, automatickú napájačku a zavesia tabuľku, na ktorú sa zapisujú základné údaje o zvierati, druh chirurgického zákroku a pod.
Králiky a morčatá sa často chovajú mimo vivária. Na tento účel používajú klietky, ktoré ich umiestňujú do niekoľkých úrovní pod spoločnou strechou. Vonkajšie ustajnenie pomáha chovať zdravé králiky, ktoré sú odolnejšie voči rôznym chorobám a je väčšinou bežné v škôlkach.

VYUŽITIE LABORATÓRNYCH ZVIERAT

V TOXIKOLOGICKOM EXPERIMENTE

Metodické odporúčania analyzujú možnosti využitia rôznych druhov laboratórnych zvierat v toxikologických experimentoch, uvádzajú hlavné typy toxikologických štúdií a spôsoby zavádzania chemikálií pri ich realizácii; sú uvedené možnosti modelovania intoxikácie alkoholom; princípy modelovania kombinovaných účinkov chronickej intoxikácie alkoholom a nutričného deficitu sú podložené.

Metodická príručka je zostavená

K.V. Shelygin, doktor biologických vied

I.A. Tehla, Assoc.

V.Ya. Leontiev, prof.

A.G. Soloviev.

upravil Prof., akademik Ruskej akadémie lekárskych vied P.I. Sidorovej.

Recenzent: vedúci. Katedra biológie a ekológie ľudí a zvierat, Pomoranska štátna univerzita. Lomonosová, doktorka biologických vied, Prof. V.A. Baraškov

1. Modelovanie akútnych a chronických toxických účinkov je dôležitou oblasťou klinickej toxikológie

2. Hlavné laboratórne zvieratá používané v toxikologických štúdiách

2.1 Hlodavce

2.3. Veľké cicavce

3. Akútne, subakútne a chronické experimenty v toxikológii

4. Spôsoby podávania toxických látok

5. Modelovanie akútnej a chronickej intoxikácie alkoholom

6. Modelovanie kombinovaných účinkov chronickej intoxikácie alkoholom a nutričného deficitu

Literatúra

1. MODELOVANIE AKÚTNYCH A CHRONICKÝCH TOXICKÝCH

ÚČINKY – DÔLEŽITÉ SMEROVANIE KLINICKEJ TOXIKOLÓGIE

Jedna z hlavných oblastí modernej toxikológie priamo súvisí so štúdiom patologických zmien v organizme počas akútnych a chronických toxických účinkov.

Experimenty na laboratórnych zvieratách môžu poskytnúť veľkú pomoc pri štúdiu mechanizmov vývoja morfofunkčných komplikácií akútnej a chronickej intoxikácie, pretože priamy výskum nie je vždy možný a niekedy je eticky neprijateľný. Samozrejme, extrapolácia experimentálnych údajov na patológiu človeka v rámci rozvoja klinickej toxikológie si vyžaduje určitú opatrnosť vzhľadom na známe vlastnosti metabolických procesov u zvierat, funkčné charakteristiky ich vnútorných orgánov a niekedy významné rozdiely v štruktúre telo. Pokusy na zvieratách však umožňujú sledovať dynamiku patologických zmien v orgánoch a získať predstavu o vývoji patologických procesov na systémovej, orgánovej, bunkovej a subcelulárnej úrovni, čo je nevyhnutnou podmienkou rozvoja efektívnej metódy na prevenciu a liečbu otráv rôznej etiológie.

Pri vykonávaní experimentu je potrebné riadiť sa zásadami humánneho zaobchádzania so zvieratami v súlade s medzinárodnými odporúčaniami (1993), ako aj v súlade s bioetickými normami a požiadavkami Medzinárodného výboru pre vedu (1978).

V súlade s diferencovanými úlohami modelovania účinkov toxických účinkov chemických zlúčenín je možné vykonávať experimenty na rôznych laboratórnych zvieratách, z ktorých najbežnejšími druhmi v toxikologických štúdiách sú hlodavce, vtáky a veľké cicavce.

2. HLAVNÉ LABORATÓRNE ZVIERATÁ,

POUŽÍVANÉ V TOXIKOLOGICKÝCH ŠTÚDIACH

2.1. Hlodavce.

Pri modelovaní toxických účinkov chemikálií sa najčastejšie využívajú hlodavce (myši, potkany, morčatá, králiky).

Biele laboratórne myši, ktoré sú albínmi domácej sivej myši, sa používajú na stanovenie toxicity chemikálií a štandardizáciu farmakologických liekov.

Morčatá sú klasickým objektom na štúdium alergénnosti chemikálií, ako aj prejavov nedostatku vitamínov. Izolované orgány týchto zvierat sa používajú vo farmakologických štúdiách.

Králiky sú vďaka zvláštnostiam ich ovulačného cyklu a vysokej rýchlosti reprodukcie vhodné na identifikáciu účinkov toxických látok na reprodukčné funkcie.

Laboratórne potkany (albínske čierne a šedé potkany) sú najbežnejším typom pokusných zvierat na vývoj modelov účinkov akútnej a chronickej intoxikácie. V súčasnosti bolo vyšľachtených viac ako 100 individuálnych autobredných kmeňov a inbredných línií laboratórnych potkanov. V toxikologických štúdiách sa najčastejšie používajú potkany od Wistar, Bio Breeding Sprague-Dawley, C57BL, CFI, C3H atď. Samostatne sa rozlišujú konvenčné (outbredné) zvieratá, ktorých mikroflóra je úplne alebo čiastočne neznáma.

Pohodlie použitia potkanov na štúdium toxických účinkov chemických a biologických liekov sa vysvetľuje jednoduchosťou ich údržby, schopnosťou ubytovať dostatočný počet zvierat na relatívne malom priestore, ich nízkou hmotnosťou, odolnosťou voči infekčným chorobám a rodia veľké potomstvo. Potkany sa dajú ľahko obmedziť rukou; neustále plnenie žalúdka potravou pri bežnej strave im umožňuje podávať intragastricky dostatočné dávky toxických látok bez toho, aby spôsobili katarálne zmeny na sliznici. V toxikologických štúdiách sa uprednostňujú muži, pretože nemajú hormonálne výkyvy, ktoré by mohli ovplyvniť membranotropný účinok jedov; Je vhodnejšie použiť mladé zvieratá, pretože menej znášajú rôzne toxické látky.

Pri vykonávaní toxikologických experimentov sa najčastejšie používajú kurčatá, kačice, husi a morky. Samostatne sa rozlišujú vtáky bez špecifických patogénnych mikroorganizmov (specific pathogen free - SPF).

Vtáky sú vhodným modelom pre výskum účinkov chemikálií na metabolické procesy, pretože sú intenzívnejšie a rýchlejšie ako u iných zvierat. Pri vykonávaní výskumu je však potrebné vziať do úvahy niektoré anatomické a fyziologické vlastnosti štruktúry tela vtáka. Napríklad tieto nemajú potné a mazové žľazy, ako aj močový mechúr, čo je nevyhnutné na stanovenie klírensu toxických látok a ich metabolitov. Zloženie krvi a moču vtákov sa výrazne líši od zodpovedajúcich fyziologických ukazovateľov iných zvierat. Na rozdiel od cicavcov majú vtáky zvláštnosti v štruktúre gastrointestinálneho traktu, majú odlišný proces trávenia potravy. V štúdiách na vtákoch je uspokojivým kritériom zmena telesnej hmotnosti.

Pri štúdiu vplyvu toxických látok na behaviorálnu aktivitu je potrebné vziať do úvahy, že reaktivita vtákov závisí od toho, či znášajú vajcia alebo mäso, ako aj od stupňa ich produktivity.

Pri nedostatočnom osvetlení sa vtáky nepribližujú ku kŕmidlám a napájačkám, preto ak experimentálne podmienky vyžadujú zvýšenie spotreby krmiva alebo tekutín s obsahom toxickej látky, používa sa umelé osvetlenie. Počas pokusu sa odporúča držať vtáky v skupinách, pretože v tomto prípade dosahujú väčšiu hmotnosť a sú odolnejšie voči infekciám.

2.3. Veľké cicavce.

Vykonávanie toxikologických štúdií na veľkých cicavcoch (psoch, mačkách, opiciach) je spôsobené najväčšou podobnosťou štruktúry a fungovania ich vnútorných orgánov a systémov, ako aj metabolických procesov s ľudskými.

Opice, napriek ťažkostiam s ich chovom, sa v toxikologickej praxi využívajú na štúdium vplyvu chemikálií na funkcie centrálneho nervového systému.

Mačky ako výskumný objekt sa najčastejšie využívajú pri akútnych toxikologických experimentoch. Okrem toho sa ich izolované orgány používajú na detekciu fyziologických zmien pod vplyvom chemikálií.

Jedným z veľkých cicavcov často používaných v klinickej toxikológii sú psy. Pre toxikologické pokusy sa za najvhodnejšie považujú kríženecké krátkosrsté psy s priemernou telesnou hmotnosťou 10-15 kg, pretože čistokrvné a lineárne zvieratá sú náročnejšie na údržbu a pri chronických pokusoch značne nestabilné. Optimálny vek zvierat je 1,5-5 rokov. Je známe, že hlavné morfofunkčné zmeny u psov počas toxikologických štúdií do značnej miery zodpovedajú zmenám u ľudí.

V podmienkach pokusu je potrebné brať do úvahy, že psy sú svorkové zvieratá s rozvinutým hierarchickým systémom, pohlavím a individuálnymi rozdielmi v temperamente, preto sa odporúča umiestniť psov samostatne do samostatných boxov. Psy sa dajú pomerne ľahko trénovať, čo sa dá použiť pri niektorých procedúrach, čo obmedzuje používanie obmedzovacích prostriedkov.

Zvieratá sú kŕmené podľa vyvinutých diét a s prihliadnutím na ciele experimentu. Treba však pamätať na to, že gastrointestinálny trakt psov nie je prispôsobený na trávenie veľkého množstva rastlinnej potravy.

3. AKÚTNE, SUBAKÚTNE A CHRONICKÉ EXPERIMENTY V TOXIKOLOGII

Voľba trvania experimentu pri štúdiu toxických vlastností skúmaných látok je určená cieľmi štúdie (tabuľka 1).

Akútny toxikologický experiment slúži na modelovanie akútnej toxicity látky, ktorá sa prejaví po jej jednorazovom alebo opakovanom podaní v krátkych (najviac 6-hodinových) intervaloch počas dňa. Cieľom štúdia akútnej toxicity je určiť neškodné, toxické a smrteľné dávky látky, jej schopnosť akumulácie a príčiny smrti zvierat.

Uskutoční sa subakútny experiment na určenie prijateľných podmienok expozície, optimálnych denných dávok a na výber dávok v chronickom experimente.

Štúdium toxických vlastností látok v subchronických a chronických experimentoch sa uskutočňuje s cieľom zistiť stupeň ich škodlivého účinku pri dlhodobom podávaní, určiť úroveň reverzibilita poškodení, ktoré spôsobujú, ako aj identifikovať orgány. a systémy tela, ktoré sú najcitlivejšie na toxický účinok.

stôl 1 Trvanie a ciele toxikologického experimentu
Povaha experimentu	Trvanie	Ciele experimentu
	Jednorazové podanie;	Stanovenie letálnych dávok, priemerný čas smrti, prah akútneho účinku chemických látok
Subakútna	2-8 týždňov	Stanovenie kumulácie, alergických účinkov, vplyvu na reprodukčnú funkciu chemikálií
Subchronický	13-18 týždňov	Stanovenie prahovej dávky všeobecnej toxicity pri stanovení maximálnych prípustných koncentrácií látok v ovzduší
Chronický	6-12 mesiacov	Stanovenie prahovej dávky všeobecnej toxicity pri stanovení maximálnych prípustných koncentrácií látok vo vode a potravinách
Život	od 1 roka a viac	Stanovenie prahovej dávky pre všeobecný toxický účinok chemikálií

4. SPÔSOB PODÁVANIA TOXICKÝCH LÁTOK

Na vytvorenie charakteristických toxicky spôsobených patologických zmien u zvierat sa používajú dobrovoľné, polodobrovoľné a nútené spôsoby podávania toxických látok.

Dobrovoľný výber tekutín alebo suchého krmiva konzumovaného zvieratami je ovplyvnený individuálnou citlivosťou, rýchlosťou metabolizmu látky, plemenom, vekom, životnými podmienkami, prítomnosťou ďalších stresových faktorov, koncentráciou roztoku, prítomnosťou potravinárskych prídavných látok atď. Táto metóda nedokáže zabezpečiť dostatočne vysoké a stabilné dávky toxických látok do tela, preto sú efektívnejšie modely polodobrovoľného a núteného podávania.

Pri polodobrovoľnej metóde majú zvieratá možnosť samostatne regulovať množstvo skonzumovanej látky. Patrí medzi ne najmä technika poskytovania roztoku testovanej látky ako jediného zdroja kvapaliny.

Metódy núteného podávania umožňujú poskytnúť masívne toxické zaťaženie, ktoré spôsobuje vysokú koncentráciu činidla v krvi a vedie k rýchlemu rozvoju patologických zmien.

Pri štúdiu patológie súvisiacej s toxicitou sa osobitný význam pripisuje metódam charakterizovaným modelovaním tých koncentrácií toxických látok, ktoré sa vyskytujú v reálnych podmienkach. Tieto parametre napríklad korešpondujú so spôsobom intragastrického podávania etanolu, pri ktorom sú priemerné dávky alkoholu prijaté zvieratami počas experimentu zvyčajne 4-10 g/kg za deň.

Inhalačný spôsob podávania látok umožňuje vytvárať takmer akúkoľvek toxickú záťaž. Súčasne nútené fúkanie toxických látok cez plniacu komoru vyžaduje značnú spotrebu chemických prísad a je prakticky nemožné vytvoriť konštantnú koncentráciu. Existujúci spôsob rozliatia chemickej látky do komory, kde sa nachádzajú zvieratá, je vhodnejší na modelovanie akútnych otráv, avšak pri tejto metóde nie je možné kvantitatívne toxikologické riadenie v podmienkach práce s viacerými látkami súčasne.

Najracionálnejšie pri použití inhalačného spôsobu podávania je ten, pri ktorom sa na nútené fúkanie cez výsevnú komoru používa iba čistý vzduch. Skúmané látky sa nachádzajú vo vnútri komory v malých nádobách, ktorých plocha otvorenej plochy je vybraná výpočtom. Nahradením nádob užšími alebo širšími je možné meniť rýchlosť vyparovania chemických zlúčenín, ktorých množstvo sa odoberá tak, že na konci výsevu časť ich obsahu zostane v nádobách. Táto metóda sa ľahko používa, má vysokú citlivosť, umožňuje presne vytvárať konštantnú koncentráciu a výrazne šetrí použité chemikálie.

O výbere koncentrácií a dávok chemickej zlúčeniny sa rozhoduje s prihliadnutím na ciele experimentu a fyziologické vlastnosti pokusných zvierat. Je potrebné pamätať na to, že množstvo podávaných roztokov je obmedzené fyziologickými schopnosťami, hmotnosťou a vekom zvierat. Maximálne objemy podávania u potkanov sú teda intranazálne do 0,4 ml, rektálne - 1 ml, intradermálne - 0,04 ml, subkutánne - 10 ml, intramuskulárne a intraperitoneálne - do 5 ml, intravenózne - 6 ml, intrakardiálne - 1 ml, subokcipitálny - 0,15 ml, intragastrický s telesnou hmotnosťou 100-190 g - 3 ml, 200-290 g - 4-5 ml, 250-300 g - 6 ml, 300 g alebo viac - 8 ml. Maximálne objemy látok u psov sú na intranazálne podanie - 4 ml, subkutánne - 20 ml, intramuskulárne - 12 ml, intraperitoneálne - 20 ml.

Súčasne sa podávanie látok zvieratám uskutočňuje s prihliadnutím na vlastnosti ich anatómie, ako aj na formu testovanej látky. Napríklad práškové – podávané potkanom perorálne, prípravou piluliek z tejto látky a múky, chleba alebo pridaním do vody či jedla.

Podávanie roztokov látok sa uskutočňuje orálne pomocou gumovej alebo kovovej sondy, intranazálne pomocou močového katétra alebo rektálne. Podanie na kožu zahŕňa predbežné odstránenie chĺpkov, urobenie rezov, po ktorých sa aplikuje testovaná látka. Intradermálne injekcie sa vykonávajú v zadnej časti chrbta alebo na bruchu, po odstránení vlasov. Subkutánne injekcie sa podávajú na krk, chrbát alebo brucho. Látky sa injikujú intramuskulárne do zadných femorálnych svalov. Intraperitoneálne injekcie sa vykonávajú v ľavom dolnom kvadrante brušnej dutiny. Intravenózne látky sa injikujú do chvostovej žily alebo do dorzálnej žily penisu. Podávanie látok je možné aj priamo do srdca alebo subokcipitálne vopred anestetizovaného potkana.

Toxické látky sa vtákom podávajú intragastricky pomocou sondy, intravenózne do ulnárnej alebo brachiálnej žily na krídle, intraperitoneálne do pravého dolného kvadrantu brušnej dutiny, subkutánne cez kožu na bruchu alebo intramuskulárne cez štvorhlavý stehenný sval.

Podávanie testovaných látok psom sa vykonáva ich zmiešaním s krmivom, pitnou vodou alebo násilne, keď sa látka vo forme tablety umiestni na zadnú časť jazyka zvieraťa. Kvapalné látky, ako aj roztoky sa podávajú pomocou lyžice alebo injekčnej striekačky, vhodnejšie je však použiť žalúdočnú sondu. Okrem toho je možné podávanie tekutých látok intranazálne pomocou katétra, rektálne, subkutánne do chrbta, stehna alebo zadnej časti hlavy, intradermálne, kutánne, intramuskulárne - do stehenných svalov, intravenózne - do žíl nohy, chodidla, predlaktia, intraperitoneálne. Existujú metódy subokcipitálneho, intracerebrálneho a intrakardiálneho podávania látok, avšak ich realizácia je spojená s technickými ťažkosťami a predstavuje zvýšené ohrozenie života zvieraťa.

Na zníženie ťažkostí, ktoré vznikajú pri experimentálnom štúdiu toxických vlastností látok, prejavujúcich sa skreslením vo výbere dávok a ich variabilitou, sa používa metóda experimentálneho štúdia toxicity nízko toxických zlúčenín podávaním dávok zodpovedajúcich k maximálnemu možnému riedeniu chemických zlúčenín v známych maximálnych podávaných objemoch, čo umožňuje rýchlo zvoliť maximálnu podávanú dávku na kg (g) hmotnosti zvieraťa, potvrdiť alebo vyvrátiť nízku toxicitu skúmaných látok, porovnať výsledky rôznych výskumníkov navzájom.

5. MODELOVANIE AKÚTNEJ A CHRONICKEJ INOXIKÁCIE ALKOHOLOM

Sociologické štúdie uskutočnené v posledných desaťročiach poukazujú na trvalo vysokú úroveň prevalencie zneužívania alkoholu a alkoholizmu a jeho komplikácií medzi rôznymi skupinami populácie. Zároveň pri vykonávaní epidemiologických štúdií vplyv mnohých sociálnych faktorov neumožňuje úplne identifikovať požadované závislosti v priebehu rôznych prejavov alkoholizmu. Preto jedným zo spôsobov, ako študovať patológiu súvisiacu s alkoholom v klinickej narkológii, je modelovať prejavy akútnej a chronickej intoxikácie alkoholom na laboratórnych zvieratách.

Pri modelovaní akútnej intoxikácie alkoholom sa používa maximálna tolerovaná dávka etanolu. V tomto prípade sa skúmajú patologické zmeny, ktoré sprevádzajú vývoj akútnej otravy až po kómu.

Modelovanie chronickej intoxikácie alkoholom umožňuje získať charakteristické patologické zmeny porovnateľné so zmenami u ľudí s dlhodobým abúzom alkoholu. Pri používaní metód s dlhodobým podávaním alkoholu je potrebné vziať do úvahy vekový faktor, pretože rýchlosť vylučovania etanolu z tela sa starnutím zvierat spomaľuje.

Priemerné dávky etylalkoholu, ktoré zvieratá počas chronického experimentu dostanú, závisia od jeho cieľov a rozsahu, napríklad pre potkany – od 4 – 10 g na kg telesnej hmotnosti za deň, niekedy sa však používajú maximálne tolerované dávky – až 15 - 20 g/kg. Najvhodnejšia dávka na modelovanie charakteristických prejavov alkoholovej visceropatológie u potkanov je v rozmedzí 7 g/kg/deň. 40 % etanolu, čo zodpovedá najmä ? DL50, ktorý v procese chronickej intoxikácie spôsobuje pomerne rýchly vývoj typických alkoholických lézií vnútorných orgánov, ale nie je sprevádzaný hromadnou smrťou zvierat. Trvanie chronického experimentu sa pohybuje od 5 dní do 4 rokov, tiež v závislosti od cieľov štúdie.

6. MODELOVANIE KOMBINOVANÉHO VPLYVU CHRONICKEJ ALKOHOLOVEJ INOXIKÁCIE A VÝŽIVOVEJ PODPORUŠENSTVO

Množstvo klinických syndrómov alkoholizmu je spojených s poruchami výživy (najmä metabolizmu vitamínov a bielkovín) a zmenami stavu živín v organizme. Je to spôsobené tým, že dlhotrvajúca intoxikácia alkoholom je v niektorých prípadoch sprevádzaná podvýživou, zhoršenou absorpciou a metabolizmom základných nutričných faktorov.

Vzhľadom na to, že etanol okrem vysokého obsahu kalórií nemá žiadnu nutričnú hodnotu, pri systematickej konzumácii alkoholických nápojov dochádza k výraznej nerovnováhe v štruktúre stravy a často sa pozoruje nedostatok výživy, podobný nedostatku. počas hladovania. Poruchy metabolizmu bielkovín a celkový deficit bielkovín pri chronickej intoxikácii alkoholom sa celkom oprávnene považujú za jeden z typických prejavov uvažovanej patológie. Nedostatok určitých faktorov výživy bielkovín môže spôsobiť výrazné poruchy metabolizmu vitamínov, čo následne vedie k zhoršeniu funkčnej aktivity vnútorných orgánov. Keďže niektoré z vitamínov majú selektívny účinok na ich jednotlivé funkcie, chronický alkoholizmus tieto poruchy ďalej prehlbuje. Okrem toho sa pri súčasnom deficite vitamínov a bielkovín môžu morfofunkčné parametre líšiť od zodpovedajúcich charakteristík izolovaných foriem nutričného deficitu.

Na základe vyššie uvedených údajov sme navrhli model komplexných účinkov chronickej intoxikácie alkoholom a nutričného deficitu – vitamínov skupiny B, ktoré hrajú dôležitú úlohu v patológii súvisiacej s alkoholom, a bielkovín.

Algoritmus tvorby modelu.

Algoritmus na vytvorenie experimentálneho modelu chronickej intoxikácie alkoholom na pozadí nutričnej nerovnováhy zahŕňa tieto komponenty:

1. Výber laboratórnych zvierat a podmienky ich chovu

2. Výber experimentálnej stravy, požadované dávky etanolu, spôsob jeho podávania a trvanie experimentu

3.Posúdenie závažnosti toxických účinkov.

Výber laboratórnych zvierat a podmienky ich ustajnenia

Pri modelovaní dlhodobej alkoholizácie na pozadí nutričnej nerovnováhy je výhodné použiť potkany ako pokusné zvieratá, pričom všetky ostatné veci sú rovnaké. Výber tohto typu laboratórnych zvierat je spôsobený porovnateľnosťou zmien vyvolaných alkoholom u potkanov so zmenami u ľudí, morfofyziologickými charakteristikami týchto zvierat (nedostatok averzie k etanolu a dávivý reflex voči jeho účinku, neustále plnenie žalúdka s jedlom), jednoduchosť údržby a jednoduchosť vykonávania rôznych procedúr s nimi (fixácia, zavádzanie roztokov látok pomocou sondy atď.).

Zvieratá musia byť chované v štandardných podmienkach vivária a musia mať voľný prístup k potrave a vode. Berúc do úvahy možnosť príjmu vitamínov počas koprofágie, potkany sú držané v klietkach s hrubým pletivovým dnom.

Výber experimentálnej stravy, požadované dávky etanolu, spôsob jeho podávania a trvanie experimentu

Pre čo najúplnejšie štúdium komplexných účinkov nedostatku vitamínov B a bielkovín sa odporúča rozdeliť zvieratá do štyroch pracovných skupín, ktoré dostávajú:

I – znížený obsah vitamínov B

II – znížený obsah bielkovín

III – znížený obsah bielkovín a vitamínov B

IV – kontrola – držaný na bežnej strave vivária.

Napríklad strava, ktorá prakticky vylučuje obsah vitamínu B6 obsahuje 18-20% kazeínu, očisteného od vitamínov, 73-71% sacharózy, 4% soľnej zmesi, 3% slnečnicového oleja s 0,2% rybieho oleja.

Pri vykonávaní experimentu, ktorého účelom je modelovať nedostatok určitých vitamínov, je potrebné zabezpečiť čo najpresnejšie uspokojenie potrieb zvierat pre iné vitamíny (tabuľka 2).

tabuľka 2 Denné dávky vitamínov pokrývajúce základné potreby potkanov (podľa Yu.M. Ostrovského, 1979).
	Denná dávka, mcg
pantotenát
Pyridoxín


Vitamín C
Tokoferol

V súvislosti so zmenami telesnej hmotnosti zvierat je potrebné upraviť diéty v súlade s nariadením Ministerstva zdravotníctva RSFSR č.1179 zo dňa 10.10.1983 „O schválení noriem pre náklady na krmivo pre laboratórne zvieratá v zdravotníctve. inštitúcie.”

Modelovanie deficitu bielkovín v strave sa uskutočňuje držaním laboratórnych zvierat na špecializovaných diétach zostavených podľa metódy A.A. Pokrovsky a kol. (1974).

Najprijateľnejšou stravou pri chronickom pokuse na potkanoch je pokusná strava, ktorej obsah bielkovín je 4,6-krát nižší ako pri štandardnom kŕmení (tab. 3).

Tabuľka 3 Denná strava potkanov so zníženým obsahom bielkovín (podľa A.A. Pokrovského, 1974)
Ingrediencie		% podľa obsahu kalórií
Kazeínové jedlo
Zmes bravčovej masti a slnečnicového oleja 1:1
Kukuričný škrob

Na dosiahnutie rovnakého obsahu kalórií medzi štandardnou a experimentálnou stravou sa do experimentálnej stravy pridá vypočítané množstvo škrobu.

V každej skupine sú zvieratá rozdelené do najmenej dvoch podskupín:

Denný príjem 40 % roztoku etanolu cez kovovú žalúdočnú sondu (v množstve 7,0 g/kg telesnej hmotnosti).

Príjem ekvivalentného množstva destilovanej vody.

Roztok etanolu a destilovanej vody sa podáva denne ráno pred kŕmením.

Na štúdium patológie súvisiacej s alkoholom u potkanov je trvanie experimentu od 4 do 6 týždňov.

Hodnotenie závažnosti toxických účinkov

Na primerané posúdenie toxických účinkov chemikálií je potrebné pravidelné sledovanie zvierat, počas ktorého sa zaznamenáva konzumácia potravy a vody, zmeny vonkajších znakov (srsť, viditeľné sliznice) a charakteristiky správania. Aspoň raz týždenne sa na štúdium dynamiky zmien vykonáva váženie, skúma sa funkčný stav vnútorných orgánov a systémov, biochemické a morfologické zmeny v krvi. Metódy hodnotenia stavu orgánov a systémov sa vyberajú s prihliadnutím na ciele experimentu, musia však byť moderné a dostatočne citlivé. Pri výskume je potrebné usilovať sa o využitie čo najkompletnejšieho súboru fyziologických, patomorfologických, hematologických a biochemických testov, a to ako pre integrálne posúdenie stavu, tak aj pre určenie stupňa postihnutia jednotlivých orgánov a systémov.

Stupeň závažnosti patologických zmien zaznamenaných u zvierat vystavených dlhodobej intoxikácii alkoholom na pozadí nutričnej nerovnováhy sa určuje analýzou integrálneho, biochemického, hematologického a hodnotením patomorfologického obrazu. Na vykonávanie funkčnej diagnostiky stavu vnútorných orgánov sa používajú inštrumentálne metódy - EEG, EKG.

Integrálne ukazovatele:

*zmena vonkajších znakov – vykonáva sa raz za 3 dni, pred ďalšou injekciou etanolu alebo destilovanej vody, bodovaním zmien farby srsti a srsti podľa nasledujúcej schémy (tabuľka 4):

Tabuľka 4 Škála zmien vonkajších znakov potkanov
	Body alebo symboly	Popis zmeny


		Strata vlasov
		Znečistené
		Nie je kontaminovaný

*zmena stupňa aktivity – hodnotí sa v bodoch raz za 3 dni pred výsevom etanolu alebo zaťažením vodou podľa nasledujúcej schémy (tabuľka 5)

*zmena telesnej hmotnosti zvierat sa zaznamenáva vážením každých 7 dní experimentu pred pridaním potravy a etanolom

*objem dennej spotreby jedla a vody; vylučovanie látok.

Škála zmien aktivity potkanov v toxikologickom experimente

Body, symboly /+/	Úroveň aktivity	Popis aktivity
		Mŕtve zviera
	Kóma (nedostatok aktivity)	Bočná poloha; nehybnosť; nedostatok aktívnych pohybov; svaly sú uvoľnené; dýchanie je prerušované; reakcie na bolestivé a hmatové podnety, vrátane hlasových, prakticky chýbajú.
	Slabé (minimálne)	Hlavne bočná poloha; nedobrovoľné slabé aktívne pohyby; svaly sú uvoľnené; pomalá reakcia na bolestivé a hmatové podnety, hlasová odozva je slabá.
	Pasívne	Zviera je brzdené a aktívne sa nepohybuje po klietke, ale pri tlačení sa pohybuje o niekoľko krokov. Prirodzená poloha - na štyroch nohách; cítiť svalový tonus. „Vyhýbavá“ obranná reakcia na podnety, slabá hlasová odozva.
	Pomalé (podnormálne)	Poloha - na štyroch nohách, pomalé aktívne pohyby - otáčanie tela a malé pohyby okolo klietky, zriedkavé pohyby prehĺtania. Reakcia na bolestivé a hmatové podnety je hlasová a „vyhýbavo-obranná“ s pokusmi o uhryznutie. Pri fixovaní rukou za kožu v oblasti chrbta sa krúti a „uniká“ z experimentátora.
	Normálne	Neporušený potkan. Mobilné; aktívne pohyby - pohyb a „nájdenie najlepšieho miesta v skupine“; „pozorný-očakávaný“ postoj v prípade menších bolestivých a hmatových podnetov s vyhýbaním sa, ostrými hlasovými a aktívnymi obrannými reakciami, škrabavými a hryzúcimi pohybmi. Dobrá chuť do jedla; časté „umývacie“ pohyby labiek.

Biochemické a hematologické parametre.

Študujú sa zmeny v hlavných biochemických krvných parametroch a súbor hematologických parametrov, ktoré sú najviac ovplyvnené chronickou intoxikáciou alkoholom (tabuľka 6).

Tabuľka 6 Biochemické a hematologické parametre potkanov v toxikologickom experimente
Predmet štúdia	Študované ukazovatele
Krvné sérum	aspartátaminotransferáza, alanínaminotransferáza, kreatinínfosfokináza, gama-glutamyltransferáza celková bielkovina, bielkovinové frakcie kreatinínu močovina
Formované prvky krvi	počet červených krviniek hodnota hematokritu farebný indikátor počet retikulocytov priemerná dĺžka života červených krviniek leukocytový vzorec

Príprava histologického materiálu.

Hlavné „cieľové orgány“ chronickej intoxikácie alkoholom – srdce, pečeň, obličky, mozog – sa podrobia histologickému vyšetreniu. Je potrebné mať na pamäti, že kvalita analýzy do značnej miery závisí od prípravy materiálu, najmä od fixácie skúmaných predmetov. Na fixáciu sa odporúča použiť 10% roztok formalínu alebo Bouinov roztok. V tomto prípade sa dáva prednosť Bouinovmu riešeniu, pretože v tomto prípade sú oveľa lepšie identifikované zmeny v mikroštruktúre orgánov charakteristických pre dlhodobú intoxikáciu alkoholom, a to:

1) v pečeni - štruktúra cytoplazmy je jasnejšia (vakuolizácia, „dlažobné kocky“ - heterogenita zafarbenia cytoplazmy buniek vo vnútri lalôčikov), znaky zmien krvného zásobenia centrálnych žíl hemokapilár;

2) v obličkách - morfológia epiteliálnej výstelky tubulov jasnejšie odráža heterogenitu cytoplazmatických štruktúr s obzvlášť častým poškodením apikálnych častí;

3) v pľúcach - v medzialveolárnych septách spojivového tkaniva sú oveľa zreteľnejšie viditeľné hypertrofované bunky so svetlou cytoplazmou, z ktorých niektoré sa stávajú polyploidnými. Častejšie sa pozorujú zmeny v alveolárnom epiteli, ktorého bunky sú exfoliované do lúmenu alveol;

4) v slezine - lepšie sa prejavuje štruktúra retikulárnych buniek a dutín červenej pulpy, kde je zaznamenaná väčšia deštrukcia červených krviniek.

Použitie modelu patológie súvisiacej s alkoholom na pozadí nutričnej nerovnováhy teda zahŕňa štúdium najširšej škály zmien vo vnútorných orgánoch a systémoch v experimentálnych podmienkach, porovnateľných so zmenami u ľudí so zneužívaním alkoholu. Systém hodnotenia hlavných integrálnych, biochemických, hematologických parametrov a znakov patomorfologického obrazu nám umožňuje sledovať charakter a rozsah patologických zmien počas celého obdobia štúdia.

LITERATÚRA

1. Berzinya N.I. Vtáky v pokuse // Laboratórne zvieratá. – 1995. – V. - č.2. – S.99-113.

2. Regulácia pokusov na zvieratách - etika, legislatíva, alternatívy. / Ed. N. A. Gorbunova. – M., 1998.

5. Myalenková I.Yu. Laboratórny pes // Laboratórne zvieratá. – 1994. – IV. - č. 4. – S.234-246

6. Nuzhny V.P. Metodologické aspekty hodnotenia toxicity kvapalín a alkoholických nápojov obsahujúcich alkohol // Toxikologický bulletin. – 1999. - č.4. – C2-10.

7. Ostrovskij Yu.M. Experimentálna vitaminológia. – Minsk, 1979. – 450 s.

8. Pokrovsky A.A. a kol., O vzťahu medzi obsahom voľných aminokyselín v tkanivách a krvnej plazme pri deficite bielkovín v experimente // Otázky výživy - 1974. - č. – S.8-15.

9. Požiadavky Medzinárodného výboru pre vedu na používanie laboratórnych zvierat v experimentálnych štúdiách // Bulletin ICLAS. – 1978. - č. 24. – S. 4-5.

10. Štefel V.O. O načasovaní expozície pri modelovaní intoxikácií v toxikologických a hygienických štúdiách // Hygiena a sanitácia. – 1996. - č.8. – S.70-72.

11. Sos J a kol., Diéty pre pokusy na zvieratách. – Budapešť, 1974.

Odoslanie dobrej práce do databázy znalostí je jednoduché. Použite nižšie uvedený formulár

Študenti, postgraduálni študenti, mladí vedci, ktorí pri štúdiu a práci využívajú vedomostnú základňu, vám budú veľmi vďační.

Uverejnené na http://www.allbest.ru/

Hygiena laboratórnych zvierat

Úvod

V laboratórnej praxi sa na experimentálne účely využívajú najmä malé zvieratá: králiky, morčatá, potkany, myši, škrečky atď. Choroby sa skúmajú na zvieratách, kontroluje sa kvalita vakcín a sér, testujú sa nové chemikálie a iné liečivá. Hromadný chov laboratórnych zvierat sa realizuje v škôlkach - ide o špecializované chovy hospodárskych zvierat, ktoré kladú vysoké nároky na kvalitu chovaných zvierat, predovšetkým na ich zdravotný stav. Vo výskumných a vzdelávacích veterinárnych ústavoch, laboratóriách rôznych kategórií a iných oddeleniach sú tzv. pomocné viváriové jednotky. Na rôzne pokusy sa tu chovajú aj laboratórne zvieratá.

1. Požiadavky na miesto na výstavbu škôlky (vivárium)

Na vybudovanie škôlok a vivárií je potrebné zvoliť vyvýšené miesto so sklonom na odtok zrážok, s vodotesnou pôdou, nízkou hladinou podzemnej vody a voľným prístupom vzduchu a svetla. Miesto by malo byť umiestnené mimo chovov hospodárskych zvierat, ciest, obytných budov a malo by byť obklopené pevným plotom. Je žiaduce, aby boli staveniska chránené zeleným priestranstvom pred prevládajúcimi studenými vetrami a snehovými závejmi. Je zakázané stavať škôlku na území bývalých pohrebísk dobytka, skládok odpadu, garbiarní, skladov surových koží, kostí a vlny.

Aby sa vylúčila možnosť prepuknutia a šírenia chorôb medzi laboratórnymi zvieratami v škôlkach a viváriach, sú stanovené tieto podmienky:

A) povinný oddelený chov chorých a zdravých zvierat;

B) dostupnosť oddelených priestorov pre karanténu a izolačné oddelenie;

Územie škôlok by sa malo rozdeliť na dve izolované zóny – výrobnú a hospodársku.

Vo výrobnom areáli sa nachádzajú zvieratá, veterinárna a hygienická kontrola s dezinfekčnou jednotkou a priestormi domácnosti, veterinárne a recyklačné miesto. Jeden alebo viac izolovaných priestorov je vyčlenených na ustajnenie zvierat vybraných na predaj alebo pre novozískané zvieratá.

Pred zavedením zvierat na novovybudovanú farmu (vivárium) sa celé územie, výrobné a hospodárske priestory podrobia dôkladnej mechanickej očiste a preventívnej dezinfekcii.

Veterinárna a hygienická kontrola sa musí nachádzať pri vstupe do výrobnej oblasti farmy. Na veterinárnom a hygienickom kontrolnom stanovišti je stanovená 24-hodinová služba. Veterinárna a hygienická kontrola zabezpečuje prevádzku hygienických jednotiek v dvoch režimoch: 1) v bezpečnej epizootickej situácii - bez povinného ošetrenia obslužného personálu; 2) v nepriaznivých epidemiologických podmienkach - s povinným hygienickým ošetrením personálu. Osoby, ktoré nepracujú v jasliach, musia absolvovať povinné hygienické ošetrenie.

Na dezinfekciu vozidiel je k dispozícii dezinfekčná jednotka. Na tento účel zabezpečujú dezinfekciu kolies vozidiel prechádzajúcich na územie v dezinfekčnej bariére. Býva naplnený pilinami, ktoré sú namočené v dezinfekčnom roztoku.

Škôlky sú vybavené porážacou a hygienickou stanicou (bitúnkom) na porážku utratených zvierat, pitvu a likvidáciu mŕtvol. Pozostáva z porážkovej miestnosti, likvidačného oddelenia, rozrábkarne a oddelenia zberu a skladovania zvieracích koží.

V priestoroch škôlky (vivária) musia byť podlahy a základy nepriepustné pre odpadovú vodu, steny sú hladké a vhodné na mokré čistenie a dezinfekciu. Priestory musia udržiavať optimálne teplotné a vlhkostné podmienky: teplota 17-18 0 C, relatívna vlhkosť nie vyššia ako 50%. Miestnosti sú osvetlené žiarivkami.

V hospodárskom areáli škôlky sa nachádza predajňa krmív a sklad krmív. Krmiváreň a priestor pre nakládku a vykládku zvierat sa nachádza na hranici hospodárskych a výrobných zón.

Vivária sú postavené v samostatných budovách, izolovaných od ostatných priestorov.

Poskytujú „čisté“ miestnosti, v ktorých sa chovajú neinfikované zvieratá so samostatným vybavením, a miestnosti, kde sa vykonávajú experimenty. Okrem toho vivária poskytujú sanitárny blok (hygienická kontrola so sprchou a WC), karanténna miestnosť pre novo prichádzajúce zvieratá, izolačná miestnosť, operačná sála, otváracia miestnosť, časť na odber vzoriek (testy), oddelenie dezinfekcie a umývania, ako aj diagnostická miestnosť, miestnosti na čisté vybavenie, chladnička na skladovanie mŕtvol zvierat, kŕmna kuchynka s miestnosťou na skladovanie krmiva a prípravu stravy, kancelária (miestnosť odborníkov), miestnosť pre obsluhu personál, samostatná miestnosť pre technickú jednotku (vetranie, kúrenie a iné zariadenia).

Pri vchode do terária a v každej jeho miestnosti musia byť nainštalované dezinfekčné podložky. Obojživelníky a ryby určené na pokusy sa zvyčajne umiestňujú do vhodne vybavených pivníc.

2. Hygiena chovu, kŕmenia, napájania a starostlivosti o laboratórne zvieratá

Laboratórne zvieratá rôznych druhov a veku sa musia chovať v oddelených miestnostiach. Ak je to potrebné, zvieratá rôznych druhov sú umiestnené v rovnakej miestnosti v rôznych smeroch.

Na každej klietke, boxe a výbehu sú zavesené tabuľky, kde sú zaznamenané údaje o zvierati a type pokusu.

Laboratórne zvieratá sa chovajú v klietkach s pevným dnom alebo s podnosmi. Podstielka: piliny, hobliny, rašelina, slama - je preddezinfikovaná autoklávovaním alebo v sušiarni pri teplote 160-200 0 C po dobu 10-15 minút. V prípade potreby sa vrh spáli.

Klietky sa čistia denne. Odpad a nečistoty z klietok a podstielky sa ukladajú do špeciálneho železného suda s pevným kovovým vekom. Po naplnení sa cisterny premiestnia na dezinfekciu do oddelenia dezinfekcie a umývania. Čistenie, umývanie a dezinfekcia buniek sa vykonáva v špeciálnych miestnostiach. Mŕtvoly na pitvu sa uchovávajú v chladničke najmenej 1 deň.

Smrť alebo nútené zabitie zvierat sa zaznamenáva v špeciálnom časopise.

Na konci pracovného dňa sú všetky miestnosti (sekcie) terária mokré vyčistené dezinfekčnými prostriedkami (1% roztoky chloramínu, hydroxidu sodného a pod.).

3. Systémy ustajnenia laboratórnych zvierat

Existujú tri systémy na chov a chov laboratórnych zvierat: otvorený, uzavretý a izolovaný.

Uzavretý systém - pri nej sa laboratórne zvieratá chovajú v dobre osvetlených špeciálnych miestnostiach, kde sa udržiava stabilná, automaticky riadená mikroklíma a vytvárajú sa podmienky zabraňujúce vzniku infekčných ochorení.

Izolovaný systém -používa sa na pestovanie lineárnych a sterilných (bezmikrobných) laboratórnych zvierat (gnotobiontov).

V škôlkach a viváriach sa zvieratá rôzneho pohlavia zvyčajne chovajú oddelene. Na párenie sa samice umiestňujú vedľa samcov a nie naopak, pretože samce po umiestnení do inej miestnosti (klietky) sú plaché a ich pozornosť je odvrátená od samice. Po párení sa samica vráti na pôvodné miesto. V prípade potreby sa párenie opakuje.

Oplodnené samice sa musia starostlivo starať a dobre kŕmiť, najmä ku koncu plodenia. Niekoľko dní pred narodením potomkov je pre samice pripravená samostatná klietka. Klietka musí byť vopred vyčistená a dezinfikovaná a musí mať dostatočné množstvo suchej a mäkkej podstielky.

Králiky, morčatá, potkany, myši a iné drobné hlodavce sú umiestnené v klietkach podľa druhu a veku.

Ak sú králiky chované vonku, potom je lepšie postaviť dvojposchodové sekcie, niekoľko sekcií za sebou, pod jednou spoločnou vodotesnou dvoj- alebo jednoposchodovou strechou. Podlaha v klietkach je vybavená lamelami alebo sieťovinou. Na jednej strane klietky je kŕmidlo a napájačka. Pre králiky sú akceptované tieto veľkosti klietok v cm: dĺžka 120-130, šírka 60-70, výška prednej steny 80-90, výška zadnej steny 50-55. Pri chove králikov v interiéri je lepšie vyrobiť kovové klietky s dvojitou podlahou, medzi ktoré sa vkladá podnos. Rozmery takejto klietky (cm): dĺžka 70, šírka 45, výška 50. Dvere sú vyrobené z drôteného pletiva s bunkami o veľkosti 2-3 cm.

Dospelé králiky sú umiestnené po jednom do klietky, mladé králiky do 3 mesiacov. 3-5 hláv vo veku. Mláďatá králikov vo výbehoch alebo v klietkach obsahujú 10-15 hláv v množstve 0,2-0,4 m 2 na králika. Treba ich triediť a uchovávať podľa pohlavia. Klietky sú vybavené sieťovanou podlahou vo výške 60-70 cm od podlahy miestnosti a vo vzdialenosti minimálne 45-50 cm od stien.

Pre morčatá sa používajú dvojposchodové klietky s uzavretým vrchom, ktorý je nepriepustný pre vlhkosť. Približné rozmery jednej klietky (cm): dĺžka 65 cm, šírka 55, výška 40.

Klietky pre myši a potkany sú zvyčajne kovové, s výsuvnými kovovými podnosmi. Rám článkov je vyrobený z uhlového železa, boky sú vyrobené z kovovej siete. Rozmery takejto klietky v cm sú: dĺžka 50, šírka 40, výška 30. Klietky sú umiestnené v 2 alebo 3 poschodiach na stojanoch vyrobených z uhlového železa. Prvá vrstva by mala stúpať od podlahy do výšky 50 cm.

Psy sú ustajnené jednotlivo v samostatných boxoch (kajutách) o veľkosti cca 1,5 m2.

Mačky sú umiestnené v ohradách po 5 hláv. Poskytujú tiež inštaláciu políc a lehátok. Plocha na jednu mačku je 0,5 m2. Pred vstupom do výbehu bude osadená sieťová predsieň.

chov potravinárskych laboratórnych zvierat

4. Kŕmeniea napájanie laboratórnych zvierat

Malé laboratórne zvieratá sa vyznačujú vysokou úrovňou metabolizmu, intenzívnym rastom a vývojom, viacnásobným pôrodom, krátkymi obdobiami gravidity a kŕmením potomstva. Preto pre normálny rast a vývoj laboratórnych zvierat musí krmivo obsahovať všetky živiny potrebné pre život: bielkoviny, tuky, sacharidy, vitamíny, makro- a mikroelementy.

Pri nedodržiavaní hygienických pravidiel kŕmenia laboratórne zvieratá často uhynú na choroby tráviaceho traktu.

Všetky krmivá používané na kŕmenie laboratórnych zvierat musia byť testované do 10 dní na 10-20 zdravých pokusných zvieratách, ktoré sú umiestnené v oddelených klietkach. Dobrá kvalita krmiva sa určuje na základe zdravotného stavu pokusného zvieraťa. Pri najmenšom porušení je krmivo odmietnuté a vzorka je odoslaná do laboratória na testovanie.

Koncentrované krmivo sa musí pred kŕmením preosiať. Strukovinové krmivo: fazuľa, hrach, fazuľa sa premyje vo vode a namočí sa na 2-4 hodiny. Ovos, jačmeň, pšenica atď., ak sa zle zjedia, 1,5-2 hodiny sa naparujú, koláče sa rozdrvia, naparia a zmiešajú s otrubami.

Pre králiky a morčatá musí byť krmivo obilia kvasené. Na tento účel sa mleté alebo drvené zrno vkladá do špeciálnych drevených žľabov alebo vaní.

Kvások sa zriedi v teplej vode (asi 30 °C), kým sa nevytvorí kvasnicové mlieko, a potom sa zmieša s jedlom. Výsledná hmota sa nechá 5-6 hodín v interiéri pri teplote 18-20 °C. Zmes sa periodicky mieša. Po deviatich hodinách je jedlo pripravené na konzumáciu.

Pred varením sa pšenica, perličkový jačmeň a jačmenné krúpy očistia od nečistôt a preosejú sa cez sito. Koreňová zelenina sa očistí od postihnutých oblastí, umyje sa prevarenou vodou, potom sa nakrája na kolieska alebo plátky hrubé: pre morčatá 0,7-1 cm, pre králiky 1-3 cm, pre potkany a myši 0,5-0,7 cm alebo strúhaná forma. Pred kŕmením sa seno skontroluje, odstráni sa plesnivé, zatuchnuté a zhnité. Tráva pre laboratórne zvieratá sa kosí ráno alebo večer a pokosená tráva sa suší v tieni. Je zakázané kŕmiť utlačenou, mokrou a zhnitou trávou. Nie je dovolené pripravovať varené jedlo niekoľko dní vopred na kŕmenie. Je lepšie kŕmiť laboratórne zvieratá 2 krát denne: ráno a večer.

Laboratórnym zvieratám podávajte čerstvú, čistú vodu (v súlade s GOST), najlepšie prevarenú, ale vychladenú. Voda by mala byť vždy v miskách na pitie. Je lepšie dať potkanom a myšiam mlieko alebo ovsený vývar s mliekom.

Približné normy krmiva pre laboratórne zvieratá by sa mali vypracovať na základe veku, fyziologického stavu a fyziológie zvierat.

Množstvo stráviteľných bielkovín v strave potkanov by malo byť 18-20%, v strave myší - najmenej 16%, v strave králikov a morčiat - 16-20%. Optimálny pomer bielkovín, tukov a uhľohydrátov v strave potkanov a myší by mal byť 1: 1: 3 a v strave králikov a morčiat - 0,8 - 1: 0,6 - 0,8: 5. Výživové potreby králikov a morčiat kompenzuje krmivo rastlinného pôvodu. Potkany vyžadujú zvýšené množstvo živočíšnych bielkovín, preto by v strave mali tvoriť aspoň 1/3 z celkového množstva bielkovín.

Nutričná hodnota stravy pre gravidné samice by mala byť o 25-30% vyššia na začiatku a o 40-50% vyššia na konci gravidity. Počas obdobia laktácie samíc sa energetická potreba samíc zvyšuje 2-krát. Napríklad u samíc králikov sa vďaka dlhodobému držaniu mladých králikov pod samicou zvyšuje potreba krmiva 2-krát na začiatku laktácie, 3-krát v strede a 4-krát na konci laktácie.

Je tiež potrebné vziať do úvahy, že niektoré laboratórne zvieratá neprijímajú rôzne kŕmne živiny rovnakým spôsobom. Králiky a morčatá teda dobre absorbujú karotén (provitamín A) obsiahnutý v potrave, zatiaľ čo potkany a myši ho absorbujú oveľa horšie. Preto je potrebné vitamín A zaviesť do stravy vo forme olejového roztoku alebo rybieho oleja. Morčatá sú na rozdiel od hlodavcov citlivé na nedostatok vitamínu C, keďže si ho nedokážu v tele syntetizovať. Mali by ho prijímať v strave spolu so zelenou stravou – kapustou, čerstvým ihličím alebo vodnými roztokmi kyseliny askorbovej.

Pre všetky laboratórne hlodavce sú hlavnou potravou obilné zrná, olejnaté semená a strukoviny: ovos, pšenica, proso, jačmeň, kukurica, hrach, fazuľa, fazuľa, slnečnicové a ľanové zrná. Z týchto krmív sa vyrába zmes alebo sa kŕmia oddelene.

Počas roka je potrebné zaviesť do stravy zvieraťa zelené a šťavnaté jedlo: mrkva, cukor a kŕmna repa, rutabaga, kapusta. Morčatá potrebujú vo svojej strave naklíčené zrná a kapustu. Koreňová zelenina sa kŕmi surovou, pre ktorú sa najskôr umyje a rozdrví.

V teplých obdobiach roka sú najlepšou potravou strukoviny a obilné trávy. Ak chcete zlepšiť trávenie, musíte do stravy pridať seno. Kostná múčka, fosforečnan vápenatý, kuchynská soľ, rybí tuk, trivit, tetravit a kvasnice sa pridávajú do stravy ako minerálne a vitamínové doplnky. Zdrojom vitamínov C, E, K sú šťavnaté potraviny a zelenina.

Zvieratá musia byť kŕmené podľa plánu 2-3 krát denne. Mäso a vnútornosti sa podávajú varené. Mleté mäso sa vyrába z vareného mäsa. Kaša sa varí v mäsovom vývare, obilniny sa umyjú a pred pridaním sa pridá soľ. Kaša sa môže variť v mlieku alebo vo vode. Do kaše sa pridá mleté mäso, zmiešané krmivo, rybí olej, rybia múčka a všetko sa dôkladne premieša.

Na zabezpečenie úplnej chutnosti krmiva je potrebné v každodennej strave striedať niektoré druhy krmív. Napríklad pri kŕmení myší, potkanov a škrečkov trikrát denne môžete podávať obilnú zmes, zeleninu ráno, mlieko popoludní a šťavnaté jedlo večer.

Pre králiky je možné v závislosti od ročného obdobia použiť tieto typy diét: v zime - ráno 50% obilného krmiva a 40% sena, popoludní koreňová zelenina a mokrá kaša, večer - zvyšok 50 % krmiva obilia a 60 % sena; v lete - ráno 30% trávy a polovica koncentrovaného krmiva, poobede 30% zelenej hmoty a večer zvyšok koncentrovaného krmiva, mokrá kaša a 40% tráva. V zime dostávajú morčatá obilné krmivo, ráno kapustu a seno, poobede mlieko a večer zvyšok trávy, koncentráty a mokrú kašu. Pri kŕmení králikov a morčiat briketovaným krmivom je zo stravy vylúčené koncentrované krmivo.

Pre králiky a morčatá môžete pripraviť mokrú kašu z miešaného krmiva, otrúb, kaše, drveného koláča s pridaním varených zemiakov, soli, rybieho oleja, rýb alebo mäsokostnej múčky a droždia.

21.5. Bezpečnostné opatrenia a pravidlá osobnej hygieny pri práci s laboratórnymi zvieratami.

Všetky osoby najaté na prácu vo viváriu alebo škôlke sa musia podrobiť lekárskej prehliadke a musia byť poučené o pravidlách starostlivosti, kŕmenia a údržby laboratórnych zvierat. Ľudia trpiaci tuberkulózou, kožnými a inými infekčnými chorobami nesmú pracovať v teráriu (škôlke). Všetci servisní pracovníci sa musia pravidelne (najmenej raz ročne) podrobiť lekárskej prehliadke.

Pracovníci vivária a iné osoby vykonávajúce pokusy s laboratórnymi zvieratami nakazenými chorobami nebezpečnými pre človeka (antropozoonózami) sa musia preventívne očkovať proti príslušným chorobám (besnota, antrax a pod.).

Vivárium je vybavené samostatnými skrinkami na domáce oblečenie a samostatne na pracovný odev. Skrinky sa pravidelne dezinfikujú (najmenej raz za mesiac).

V každej pracovnej miestnosti a v priestoroch, kde sú ustajnené zvieratá, by mala byť k dispozícii lekárnička, mydlo, uteráky a roztoky na dezinfekciu rúk. Všetci pracovníci vo viváriu, ako aj iné osoby vykonávajúce pokusy s laboratórnymi zvieratami sú povinní pred začatím práce a po jej skončení nosiť špeciálny odev a osprchovať sa. Vo všetkých výrobných priestoroch vivária je zakázané fajčiť a jesť.

Uverejnené na Allbest.ru

Podobné dokumenty

Hygienické a hygienické požiadavky na miesto pre výstavbu škôlky. Spôsoby držania a prepravy psov. Zloženie a nutričná hodnota krmiva pre zvieratá. Hygiena napájania, kŕmenia a starostlivosti o ne. Prevencia infekčných a invazívnych ochorení.

abstrakt, pridaný 24.01.2012

Základné systémy chovu hospodárskych zvierat a ich vlastnosti. Hygiena pre chov ošípaných, oviec, koní a hydiny. Hygienické a hygienické požiadavky na miesto na výstavbu fariem a komplexov hospodárskych zvierat.

test, pridané 8.2.2015

Hygienické a hygienické požiadavky na priestory a územie hospodárskych zvierat a hydiny. Hygiena pastvy, prepravy a starostlivosti o zvieratá, chov dobytka. Opatrenia na boj proti hmyzu a hlodavcom v interiéri.

kurzová práca, pridané 8.2.2015

Vzdušné prostredie a vplyv jeho faktorov na živočíchy. Zariadenia na napájanie zvierat. Hygienické a hygienické požiadavky na zariadenia na prípravu krmiva. Systémy a metódy chovu ošípaných. Vnútorné vybavenie chlievov, vetranie priestorov.

kurzová práca, pridané 3.12.2012

Systémy a metódy chovu koní. Vlastnosti stajní a stád (pasienkov) systémov na chov zvierat. Základné požiadavky na priestory a vybavenie. Hygiena chovných žrebcov a gravidných kobýl. Hygienické podmienky pre chov žriebät.

abstrakt, pridaný 22.01.2012

Štruktúra a veľkosť chovov koní. Normy pre ustajnenie. Hygiena napájania pre pracovné kone. Zoohygienické požiadavky na veterinárne a hygienické zariadenia. Sanitárne a hygienické posúdenie technológie chovu, starostlivosti a vykorisťovania zvierat.

abstrakt, pridaný 26.10.2015

Prevádzková doba a celkový plán výkrmne ošípaných pre 1100 kusov. Hygienické a hygienické požiadavky na lokalitu. Výpočet veľkosti miestnosti, osvetlenia, tepelnej bilancie; hodnotenie ventilácie. Spôsoby odstraňovania hnoja, hygiena kŕmenia a napájania ošípaných.

kurzová práca, pridané 11.06.2010

Výzvy, ktorým čelia špecialisti pri zabezpečovaní produktivity hospodárskych zvierat a predchádzaní ich chorobám. Systémy ustajnenia dobytka. Hygiena kuracích klietok. Kastrácia hospodárskych zvierat.

test, pridané 17.09.2012

Systémy a metódy chovu králikov. Dostatočné kŕmenie králikov a jeho vplyv na kvalitu mäsa a koží. Hygiena pôrodu a odchovu mláďat. Vlastnosti systému na chov kožušinových zvierat. Hygiena kŕmenia a chovu mláďat kožušinových zvierat.

abstrakt, pridaný 22.01.2012

Prehľad vedeckej a metodologickej literatúry o hygiene chovu zvierat na farmách. Veterinárne a hygienické zdôvodnenie parametrov, optimálne ukazovatele mikroklímy pre domáce zvieratá. Hygienické požiadavky na kvalitu kŕmenia.

RD-APK 3.10.07.02-09

MINISTERSTVO POĽNOHOSPODÁRSTVA
RUSKÁ FEDERÁCIA

Moskva 2009

Vypracoval: Ph.D. poľnohospodárske vedy, umenie. vedecký spolupracovníci P.N. Vinogradov, PhD. tech. Sciences S.S. Ševčenko, O.L. Sedov, E.S. Garafutdinová, M.F. Malygin (NPC "Giproniselkhoz"); Dr veterinár. vedy, prof. V.G. Tyurin (GNU VNIIVSGE)

PREDSTAVENÉ: SPC "Giproniselkhoz".

SCHVÁLENÉ A NADÚČALO ÚČINNOSTI: Námestník ministra poľnohospodárstva Ruskej federácie A.I. Beljajev 1. decembra 2009

VYVINUTÉ PO PRVÝ KRÁT.

Dátum zavedenia: 15.12.2009

1. Všeobecné ustanovenia

1.1. Tieto usmernenia sa vzťahujú na všetky výskumné organizácie a vzdelávacie inštitúcie ruského agropriemyselného komplexu, bez ohľadu na ich organizačnú a právnu formu, ktoré pri svojej práci využívajú laboratórne (experimentálne, experimentálne) zvieratá.

V súlade s federálnym zákonom „o technickom predpise“ (prijatý Štátnou dumou 15. decembra 2002 a schválený Radou federácie 18. decembra 2002), pred prijatím príslušných predpisov, technický predpis v oblasti veterinárnej a sanitárne opatrenia sa vykonávajú v súlade so zákonom Ruskej federácie „O veterinárnej medicíne“ (schválené 14. mája 1993, č. 4979-1).

1.2. Metodické odporúčania platia tak pre novonavrhované zariadenia na chov a prácu s laboratórnymi zvieratami – experimentálne biologické ambulancie, vivária a pod., ako aj pre existujúce a rekonštruované.

1.3. Zariadenia na chov a prácu s laboratórnymi zvieratami sú vedeckými a pomocnými jednotkami výskumných organizácií, vzdelávacích inštitúcií a sú vytvorené na údržbu a v prípade potreby na chov laboratórnych zvierat používaných pri experimentálnej práci a výskume. Na týchto pracoviskách je možné realizovať aj samostatný vývoj jednotlivých vedeckých otázok.

1.4. Normy a požiadavky na projektovanie, výstavbu a prevádzku zariadení na chov laboratórnych zvierat uvedené v týchto usmerneniach sú zamerané na zabezpečenie bezpečnosti personálu pracujúceho so zvieratami a populácie ako celku pred výskytom antroposaunóz a iných chorôb.

1.5. Vývoj, koordinácia, schvaľovanie a zostavovanie projektovej dokumentácie na výstavbu zariadení na chov laboratórnych zvierat sa vykonáva v súlade s požiadavkami SNiP 11.01-2003.

1.6. Zariadenie na chov laboratórnych zvierat (ďalej len vivárium) sa nachádza v samostatnej budove (komplex budov) alebo na horných poschodiach laboratórnych budov veterinárnych štátnych vedeckých inštitúcií, ako aj na území vzdelávacích inštitúcií.

1.7. Vivária musia byť vybavené pitnou vodou vrátane teplej vody, elektrickou energiou, vybavené kanalizáciou (potrubie s priemerom min. 100 mm), prívodným a odsávacím vetraním, vykurovaním, zabezpečovacou a požiarnou signalizáciou a musia mať pohodlné prístupové cesty.

1.8. Vzdialenosť medzi samostatnou budovou vivária a štruktúrami výskumných inštitúcií, ktoré zahŕňajú skutočné vivárium, nesmie byť menšia ako vzdialenosť protipožiarnych prestávok ustanovená súčasnými pravidlami požiarnej bezpečnosti v Ruskej federácii.

1.9. Samostatné budovy vivária musia byť oplotené pevným plotom a oddelené od obytnej zóny pásmom hygienickej ochrany. Oblasť by mala byť upravená.

Rozmery zóny sanitárnej ochrany sú určené požiadavkami SaNPiN 2.2.1/2.1.1.1200-03.

1.10. Rozmery pásma sanitárnej ochrany pre vivária umiestnené v samostatných administratívnych a priemyselných budovách s izolovaným východom sú od prípadu k prípadu dohodnuté s orgánmi štátneho hygienického a veterinárneho dozoru.

2. Zloženie, vzájomná poloha a plošné štandardy priestorov terária

2.1. Súčasťou každého vivária musia byť priestory navrhnuté v súlade s platnými stavebnými predpismi a predpismi v súlade s aktuálnymi veterinárnymi a hygienickými požiadavkami a zoohygienickými normami, vrátane:

miestnosť pre personál s individuálnymi skrinkami na pracovné odevy;

priestory na príjem a karanténu zvierat novo prichádzajúcich do vivária;

izolátor;

priestory na chov pokusných zvierat (pre každý druh samostatne) alebo (po dohode s orgánmi štátneho veterinárneho a hygienického dozoru) rozdelené na časti podľa druhov zvierat;

sterilizačná miestnosť alebo box pre výskumníkov na prácu s neinfikovanými zvieratami, s miestnosťou na pitvu zvierat a chladničkou na dočasné uskladnenie mŕtvol;

izolované priestory na chov pokusných zvierat infikovaných kultúrami patogénov obzvlášť nebezpečných infekcií alebo rádioaktívnymi látkami (samostatne) s operačnou sálou v každej izolovanej miestnosti, ktorá má chladničku a potrebné vybavenie na infikovanie a pitvu zvierat;

kŕmna kuchynka na prípravu krmiva (musí byť vybavená sporákom a chladničkou);

oddelenie dezinfekcie a umývania na umývanie horúcou vodou, dezinfekciu a sušenie klietok a iného vybavenia;

sklad čistého (dezinfikovaného) náhradného vybavenia: klietky, misky na pitie atď.;

sanitárny blok (sprcha a WC);

miestnosť vybavená pecou na spaľovanie mŕtvol zvierat;

všeobecná chladiaca komora na skladovanie mŕtvol zvierat;

sklad krmiva;

skladovanie odpadu;

v samostatnej miestnosti alebo v samostatnej budove - technická jednotka vzduchotechniky, vzduchotechniky, elektrických a iných špeciálnych inštalácií.

2.2. Každé vivárium musí mať miestnosť na príjem prichádzajúcich zvierat. Vo viváriach, kde sa chovajú drobné hlodavce, je pred prijímacím oddelením inštalovaná zateplená predsieň, do ktorej vchádza a vykladá vozidlo s prilietajúcimi zvieratami.

Pri umiestnení vivária na horných poschodiach laboratórnych budov sa prijímacie oddelenie a zateplený vestibul nachádzajú na prvom poschodí budovy laboratória a sú s teráriom spojené výťahom slúžiacim len na zdvíhanie laboratórnych zvierat.

2.3. Prijímacia miestnosť je miestnosť s rozlohou 12,5 - 18 m2 s prirodzeným a umelým osvetlením v súlade s požiadavkami.

Výška všetkých miestností vivária je 3 - 3,5 m.

2.4. Karanténna miestnosť pozostáva z niekoľkých izolovaných miestností s rozlohou 12,5 - 18 m2 a je izolovaná od priestorov, kde sú držané zvieratá, ktoré prešli karanténou a sú prijaté na pokusy.

2.5. S priestorom karantény susedí izolačná miestnosť pre choré zvieratá a zvieratá s podozrením na choroby. Priestory miestností izolačných miestností sú podobné priestorom karanténnych miestností.

2.6. Priestory určené na chov pokusných zvierat môžu ústiť do jednej spoločnej chodby alebo sa môžu nachádzať medzi dvoma chodbami a mať z každej z nich východ. V usporiadaní s jednou chodbou sú „špinavé“ a „čisté“ služby umiestnené na rôznych koncoch chodby.

Pri systéme dvoch chodieb sa potrava a zvieratá v karanténe zásobujú jednou chodbou („čistou“) a zamestnanci v čistých kombinézach a náhradnej obuvi vstupujú pred začatím práce so zvieratami. Po ďalšej („špinavej“) chodbe sa odvážajú nedojedené jedlo a hnoj, vynášajú mŕtvoly zvierat a zamestnanci po práci so zvieratami odchádzajú.

Ak nie je možné izolovať „špinavé“ a „čisté“ toky, je dovolené používať tú istú miestnosť na ten či onen účel za predpokladu, že je dezinfikovaná vždy, keď ňou prejde „špinavý“ tok.

2.7. Plocha priestorov na chov určitých druhov pokusných zvierat je 12,5 - 18 m2; Plocha miestnosti na chov pokusných zvierat, rozdelená do sekcií, je určená výpočtom.

2.8. Plocha sterilizačnej miestnosti alebo boxu pre výskumníkov na prácu s neinfikovanými zvieratami je určená výpočtom na základe špecifík navrhovanej práce.

2.9. Plochy izolovaných priestorov pre prácu s pokusnými zvieratami infikovanými patogénmi obzvlášť nebezpečných infekcií a pre prácu s pokusnými zvieratami kontaminovanými rádioaktívnymi látkami, ako aj plocha operačných miestností pre každú izolovanú miestnosť sa určujú výpočtom na základe podmienky technologického a špeciálneho zariadenia používaného na vykonávanie potrebných manipulácií.

2.10. Celková plocha priestorov obsadených kŕmnou kuchyňou, dezinfekčným a umývacím oddelením a skladom pre čisté náhradné vybavenie by mala byť približne 50 % z celkovej plochy priestorov obsadených zvieratami (vo veľkých viváriach toto percento môže byť mierne znížená).

Kŕmna kuchyňa pozostáva z dvoch susediacich miestností určených na spracovanie a prípravu krmiva. Každá izba musí mať prístup na chodbu.

Oddelenie dezinfekcie a umývania (jedna alebo viac) pozostáva z dvoch miestností prepojených priechodným autoklávom alebo priechodnou komorou so suchým teplom.

Konštrukcia oddelenia dezinfekcie a umývania musí zabezpečiť inú postupnosť jeho prevádzky:

v prítomnosti infikovaného materiálu - predbežná sterilizácia vybavenia a podstielky s ďalším mechanickým čistením v inej miestnosti;

sterilizácia po mechanickom čistení buniek a zariadení, kedy nehrozí prítomnosť kontaminovaného materiálu.

Bez ohľadu na umiestnenie vivária (v samostatnej budove alebo na najvyššom poschodí budovy laboratória), v oddelení dezinfekcie a umývania by mal byť k dispozícii žľab na odpadky na odstránenie špinavého odpadu a mechanizované zdvíhanie materiálov a zariadení.

Sklad čistého inventára a vybavenia sa nachádza vedľa oddelenia dezinfekcie a umývania.

2.11. Na uskladnenie podstielky (hobliny, piliny, rašelina a pod.) sú vyčlenené dve miestnosti: jedna na sterilizáciu a zabalenie do kontajnera používaného týmto teráriom, druhá na uskladnenie novo zakúpenej podstielky.

2.12. Pri navrhovaní priestorov vivária je potrebné zabezpečiť maximálnu izoláciu:

všetky jej priestory z iných oddelení, ktoré sú súčasťou výskumnej inštitúcie;

izolačné a karanténne miestnosti od zvyšku priestorov vivária;

medzi kŕmnou kuchyňou, priestormi pre zvieratá a oddelením dezinfekcie a umývania.

2.13. V každom konkrétnom prípade sa plocha, ktorú zaberá kŕmna kuchyňa, oddelenie dezinfekcie a umývania a sklad čistej náhradnej techniky, zriaďuje v závislosti od použitej techniky, stupňa mechanizácie výrobných procesov a druhov potravy pre pokusné zvieratá.

Rozmery plôch vyššie uvedených priestorov sú uvedené v zadaní projektu.

3. Veterinárne, sanitárne a technologické požiadavky na konštrukčné riešenie priestorov vivária a inžinierskych zariadení

Lampy a osvetľovacie telesá uzavretého typu musia byť prístupné na mokré čistenie.

3.5. Priestory vivária, v ktorých sa chovajú laboratórne zvieratá, sú vybavené systémom núteného prívodu a odsávania, ktorý zabezpečuje rýchlosť výmeny vzduchu a teplotné a vlhkostné podmienky v súlade s údajmi uvedenými v tabuľke. .

Živočíšne druhy	Teplota, °C	Relatívna vlhkosť, %	Maximálna prípustná koncentrácia vo vzduchu
Živočíšne druhy	výkyvy	výkyvy	amoniak, mg/l	oxid uhličitý v objemových percentách



morčatá

3.6. Teplotné a vlhkostné podmienky v ostatných miestnostiach terária musia byť zabezpečené v súlade s údajmi uvedenými v tabuľke. .

Izba	Teplota v chladnom a prechodnom období roka, °C	Výmenný kurz vzduchu (objemy za hodinu)
Izba	Teplota v chladnom a prechodnom období roka, °C
1. Pre personál
2. Na prijímanie zvierat
3. Na výskum
4. Umývanie a sterilizácia
5. Za eutanáziu (eutanáziu)
6. Otvorenie
7. Recyklácia		Výpočtom
	Podľa noriem technologického dizajnu pre zodpovedajúci druh zvierat, zvierat, vtákov
Poznámky. 1 Relatívna vlhkosť vzduchu vo výrobných priestoroch uvedená v odsekoch 1 a 3 by nemala presiahnuť 75 %, v odsekoch 2, 4 - 7 - 80 % a nie nižšia ako 30 %. Relatívna vlhkosť vzduchu v priestoroch na chov hospodárskych zvierat je stanovená príslušnými normami (smernicami) technologického riešenia. 2 Vnútorná teplota vzduchu výrobných priestorov, s výnimkou priestorov na chov zvierat, by v teplom období roka (pri vonkajšej teplote vzduchu 10 °C a viac) nemala byť o viac ako 3 °C vyššia ako priemerný vonkajší teplota vzduchu o 13:00 najteplejšieho mesiaca.

3.7. Počas teplého obdobia roka by mal byť priestorom zabezpečený prirodzený prívod vonkajšieho vzduchu cez otváracie okná.

3.8. Priestory uvedené v odseku musia byť vybavené kanalizáciou a prívodom teplej a studenej vody.

3.9. Vivária musia byť vybavené lokálnym kanalizačným systémom, ktorý zahŕňa všetky stupne mechanického a biologického čistenia z dôvodu potenciálneho nebezpečenstva recyklovaného odpadu vznikajúceho pri prevádzke vivária.

3.10. Kanalizačné systémy by mali byť navrhnuté oddelene pre priemyselné, domáce a búrkové kanalizácie.

Pre technologickú časť projektu sa akceptuje množstvo a charakteristika priemyselných odpadových vôd z umývania a dezinfekcie technologických zariadení (klietok a zariadení) a obvodových konštrukcií (podlahy a steny). Množstvo odpadu z domácností by sa malo odoberať v súlade s SNiP 2.04.01-85*.

3.11. Na odvádzanie a zachytávanie odpadových vôd po umývaní a dezinfekcii technologických zariadení a podláh je potrebné osadiť vaničky pokryté odnímateľnými perforovanými platňami a rebríkmi. Sklon podnosov musí byť aspoň 0,02.

3.12. Pri navrhovaní miestneho kanalizačného systému pre vivária by sa mali dodržiavať tieto požiadavky:

odpadová voda z priestorov na spaľovanie mŕtvol sa musí sterilizovať v manjus živou parou pri teplote 120 °C počas 30 minút alebo v parnej tryskovej jednotke pri teplote 110 °C počas 10 minút; v prípade obzvlášť nebezpečných infekcií sa odpadová voda sterilizuje pri 140 °C a 130 °C počas 20 a 60 minút;

priemyselné a domové odpadové vody z umývania podláh a umývacích a dezinfekčných technologických zariadení musia byť pred vypustením do kanalizácie zachytávané do špeciálneho zberača a dezinfikované prípravkami s obsahom chlóru;

búrkové odtoky z územia voľne stojacich vivárií, ktoré sú z veterinárneho a hygienického hľadiska nepriaznivé, podliehajú dezinfekcii chemikáliami;

vznikajúci mechanický a biologický kal odpadových vôd sa spaľuje.

3.13. Hlavné prívodné a odsávacie vetracie kanály, napájacie, vodovodné a kanalizačné potrubia musia byť umiestnené v špeciálnych výklenkoch chodby a musia mať voľný prístup na kontrolu a opravu.

3.14. Izolované priestory pre chov pokusných zvierat infikovaných kultúrami patogénov obzvlášť nebezpečných infekcií alebo rádioaktívnych látok a izolačná miestnosť sú vybavené lokálnymi ventilačnými systémami s filtrami, ktoré zabezpečujú 100% čistenie a dezinfekciu emitovaného vzduchu. Ventilačný systém by mal zabezpečiť v týchto miestnostiach znížený (o 3 - 5 mm Hg) atmosférický tlak vzduchu v porovnaní s ostatnými miestnosťami terária. Vetranie v týchto miestnostiach otváraním okien je zakázané.

4. Vybavenie terária a životné podmienky zvierat

4.1. Myši, potkany, škrečky, morčatá a králiky sú umiestnené v klietkach pripevnených na kovových poličkách.

4.2. Nástenné alebo inak navrhnuté regály by mali mať odnímateľné konzoly a pohyblivé police, čo umožňuje ich premenu na klietky rôznych rozmerov s rôznymi druhmi laboratórnych zvierat.

4.3. Pre výpočet produkčných plôch je potrebné vychádzať z nasledujúcich noriem pre umiestnenie zvierat do klietok (tabuľka).

Živočíšne druhy	Minimálna plocha dna klietky na zviera, cm2	Počet zvierat
Živočíšne druhy	Minimálna plocha dna klietky na zviera, cm2	maximálne povolené v klietke	na 1 m2 podlahovej plochy
			65 dospelých alebo 240 mláďat
			20 dospelých alebo 100 mláďat

morčatá

Poznámky.

1. Na približné určenie produkčnej plochy treba vychádzať z výpočtu, že na 1 cm2 plochy dna klietky by mal pripadať 1 g hmotnosti zvieraťa.

2. Regály sú umiestnené prevažne pozdĺž stien a mali by zaberať približne 40 % výrobnej plochy.

4.4. Psy sú umiestnené v samostatných kabínach (boxoch) prísne individuálne. Rozmery boxu musia zodpovedať dĺžke a výške zvierat.

Rozmery boxu pre veľké psy s hmotnosťou nad 22,5 kg - 1,2 × 1,8 m = 2,2 m2, stredné psy s hmotnosťou 16 - 22,5 kg - 1,2 × 1,5 m = 1,8 m2, malé psy s hmotnosťou 4,5 - 16 kg - 0,9 × 1,2 m = 1 Medzera medzi tyčami je 4,5 - 5,5 cm, priemer kovových tyčí je 0,5 - 0,6 cm.Bočné steny sú pevné. Na spodnú stenu (podlahu) sú položené drevené panely.

Kŕmenie a napájanie - v krabici. Výbehy na venčenie sú usporiadané individuálne, v množstve do 2 m2 na zviera. Čas chôdze - najmenej 2 krát denne, trvanie - najmenej 20 minút. Je potrebné zabezpečiť oddelený oddielový chov samcov od sučiek, šteniatok a agresívnych zvierat.

4.5. Na území vivária sa budujú špeciálne miestnosti vybavené kabínkami pre psov. Ku kabínkam sú pripevnené ohrádky (pochôdzky). Každý pes by mal mať svoj výbeh.

Rozmery kabíny, m: dĺžka - 2; šírka - 1,5; výška prednej steny je 2,5 a zadnej steny je 1,5 - 2; výška dverí kabíny - 1,7, šírka - 0,7. Nad dverami kabíny je inštalovaný zasklený rám. V spodnej časti dverí inštalovaných v zadnej stene kabíny, ktorá je prednou stenou ohrádky, je vytvorený otvor do ohrádky s rozmermi 40x50 cm, ktorá je pre zimnú ochranu pred chladom potiahnutá hrubou tkaninou.

Rozmery krytu, m: dĺžka - 3, šírka - 2, výška - 2,2. V jeho prednej stene sú vyrobené dvere s rozmermi 1,8 x 0,7 m.

4.6. Mačky sú umiestnené v ohradách s piatimi hlavami, kde sú police (lôžka) dostatočnej plochy na umiestnenie všetkých zvierat. Plocha výbehu pre jednu mačku je 0,5 m2. Pred vstupom do výbehu je inštalovaná sieťová predsieň.

4.7. V prípade umiestňovania hospodárskych zvierat a hydiny do vivárií na vedecké účely sú priestory pre ne vybudované v súlade s aktuálnymi technologickými normami projektovania v súlade so zoohygienickými normami uvedenými v týchto normách.

5. Vstup zvierat do vivária

5.1. Vivárium je doplnené zvieratami a vtákmi zo špecializovaných škôlok, ktoré sú bez infekčných chorôb.

Nákup zvierat a vtákov od iných organizácií a jednotlivcov je povolený, ak ich nie je možné zakúpiť v škôlkach a pri každom nákupe je k dispozícii veterinárne osvedčenie potvrdzujúce pohodu organizácie (farmy, jednotlivca) na infekčné choroby.

5.2. Zvieratá sú do terária prijímané s veterinárnym osvedčením alebo sprievodnými dokladmi zo škôlky.

5.3. Zvieratá prijaté zo škôlky sa umiestnia do izolovaných sekcií na obdobie troch dní, aby sa prispôsobili novým podmienkam. Následné obdobia izolácie alebo karantény pre tieto zvieratá sa určujú v závislosti od podmienok držania zvierat, povahy nadchádzajúcich pokusov, vzdialenosti, prepravných podmienok atď.

5.4. Pre zvieratá neprijaté zo škôlok sú stanovené tieto karanténne obdobia:

pre myši a potkany - 14 dní, morčatá a králiky - 21, psy a mačky - 30, pre ostatné zvieratá a vtáky - 21 dní.

V niektorých prípadoch, keď sa na pokusy použijú gravidné samice, novorodenci a mladé zvieratá, ako aj na krátkodobé pokusy, trvanie karantény možno skrátiť za predpokladu, že tieto zvieratá sú umiestnené v izolovaných miestnostiach a sú primerane monitorované.

5.5. Počas karanténneho obdobia sú zvieratá dennodenne klinicky pozorované: termometria a zaznamenávanie celkového stavu zvierat v špeciálnom časopise.

5.6. V karanténnych a experimentálnych sekciách sú zvieratá umiestnené v čistých, vopred dezinfikovaných (autoklávovaných) klietkach.

5.7. O zvieratá nachádzajúce sa v budove karantény sa stará personál pridelený do týchto priestorov.

5.8. Je zakázané prenášať potraviny, oblečenie a vybavenie z karanténnych priestorov do iných miestností a oddelení pre pokusné zvieratá.

5.9. Počas obdobia karantény sa klietky pravidelne menia. Po skončení karantény sa uvoľnené bunky a vybavenie presunú do oddelenia dezinfekcie a umývania.

Čistenie a umývanie klietok a iného vybavenia z karanténnych častí je možné vykonávať v oddelení všeobecnej dezinfekcie a umývania vivária len po predbežnej dezinfekcii. Odpad je tiež potrebné dezinfikovať alebo spáliť. Spôsoby dezinfekcie, dezinsekcie a autoklávového režimu sú stanovené v každom konkrétnom prípade v závislosti od špecifík inštitúcie.

5.10. V období adaptácie alebo karantény sa zvieratá podozrivé z infekčných chorôb podrobujú bakteriologickému vyšetreniu. V prípade potvrdenia infekčného ochorenia sa zlikvidujú myši, potkany, škrečky, morčatá a králiky celej prichádzajúcej šarže a u psov, mačiek a iných zvierat sa doba karantény predlžuje v závislosti od zisteného ochorenia.

5.11. Priestory karantény sa dôkladne dezinfikujú po každej skupine zvierat prevezených na pokus a po každom zistení infekčných chorôb.

5.12. V prípade hromadného výskytu chorôb zvierat pozorovaných v karanténe, alebo ak sa pri pokusoch zistia jednotlivé prípady infekčných chorôb, ktoré sú zvlášť nebezpečné pre laboratórne zvieratá a ľudí, sa vo viváriu vykonáva potrebný súbor preventívnych opatrení. V tomto prípade je testovanie na zvieratách dočasne zastavené.

5.13. Po uplynutí karanténneho obdobia sú zvieratá premiestnené do experimentálnych sekcií.

6. Prevádzková doba a základné pravidlá držby zvierat

6.1. V každej jednotlivej miestnosti sa odporúča chovať len jeden druh zvierat. Ak je podľa podmienok pokusu potrebné chovať laboratórne zvieratá rôznych druhov spolu v jednej sekcii, mali by byť umiestnené na rôznych stojanoch.

6.2. Každá klietka (box, ohrada atď.) musí mať štítok s údajmi o zvierati a trvaním pokusu.

6.3. Laboratórne zvieratá a vtáky sú chované v klietkach s pevným dnom na podstielke alebo v klietkach so sieťovaným dnom - podlahou. Ako podstielka sa používajú piliny, hobliny alebo podstielková rašelina. Podstielka sa vopred autoklávuje alebo sa uchováva v peci so suchým teplom (pri teplote 150 – 180 °C počas 15 – 20 minút). Hrúbka vrstvy podstielky v klietke je 5 - 10 mm. Pri chove zvierat v klietkach so sieťovaným dnom sa podstielka sype do podnosu (pekáča) umiestneného pod sieťovou podlahou.

6.4. Všetky práce na starostlivosti a údržbe laboratórnych zvierat sa vykonávajú v súlade s denným režimom a pracovným poriadkom schváleným vedúcim ústavu. Denný režim poskytuje čas na dezinfekciu priestorov a zariadení, distribúciu krmiva a vykonávanie experimentálnych prác a manipulácií.

6.5. Kŕmenie laboratórnych zvierat sa vykonáva v súlade s existujúcimi normami.

6.6. Krmivo a polotovary sa skladujú v miestnosti špeciálne určenej na tento účel. Krmivo sa distribuuje v súlade so stanoveným postupom.

V kŕmnej kuchyni vivária je povolené skladovanie nie viac ako dvoj- až trojdňovej zásoby krmiva. Pri kŕmení zvierat granulovaným krmivom a ak sú v klietkach kŕmne bunkre, je povolený predbežný príjem krmiva zo skladu na sedem až desať dní.

6.7. Na uskladnenie zásoby krmiva sú v kŕmnej kuchyni a v špajzi vivária vybavené špeciálne truhlice (kovové alebo obložené plechom). Potraviny podliehajúce skaze sa uchovávajú v chladničke. Dodávku krmiva zo skladu vykonáva špeciálne určený personál (pracovníci, ktorí nie sú priamo zapojení do starostlivosti o zvieratá).

6.8. Distribúciu krmiva medzi miestnosťami sekcií vykonávajú pracovníci alebo pracovníci kuchyne špeciálne pridelení na tieto účely v dezinfikovaných nádobách priradených každej sekcii. Odpis krmiva sa vykonáva stanoveným postupom podľa skutočnej dostupnosti zvierat na každý deň.

6.9. Vstup do kŕmnej kuchyne personálu starajúceho sa o laboratórne zvieratá a nepovolaným osobám je zakázaný.

6.10. Laboratórne zvieratá sú zásobované pitnou vodou z vodovodu, kvalita vody musí zodpovedať SanPiN 2.1.4.1074-01.

6.11. Klíčenie obilia na zelenú hmotu na kŕmenie laboratórnych zvierat sa vykonáva v priestoroch špeciálne určených na tento účel. Je povolené kŕmiť zvieratá koreňovou hmotou rastlín, ak v nej nie je pleseň.

6.12. Rozdeľovanie krmiva a napájanie zvierat by sa malo vykonávať až po vyčistení priestorov, vyčistení alebo výmene klietok a odstránení špinavého vybavenia, paliet s podstielkou a iného materiálu na dezinfekciu alebo likvidáciu z oddelení.

6.13. Klietky sa čistia a izby sa čistia pomocou zariadení presne priradených každej izbe.

6.14. Pri pravidelnej výmene klietok sa zvieratá presádzajú 1 až 2-krát týždenne do vopred dezinfikovaných klietok s pripravenou podstielkou, podávačmi a napájačkami. Špinavé klietky sa spolu s podstielkou, kŕmidlami a napájačkami premiestňujú na oddelenie dezinfekcie a umývania na následné ošetrenie.

6.15. Bunky sa čistia denne. V tomto prípade sa kontaminovaná podstielka a iný odpad z klietok zhromažďuje v špeciálnych kovových nádržiach s vekom. Nádrže sú tesne uzavreté a prenesené do oddelenia dezinfekcie a umývania.

6.16. Pri použití klietok so sieťovým dnom a podnosmi izolovanými od klietok sa tieto pravidelne (aspoň raz týždenne) vymieňajú za nové. Znečistené palety s podstielkou sa presúvajú do oddelenia dezinfekcie a umývania na ďalšie spracovanie.

6.17. Keď jeden pracovník obsluhuje niekoľko druhov laboratórnych zvierat, najskôr sa spracujú klietky s morčatami, potom klietky s myšami, potkanmi a králikmi a nakoniec miestnosti, kde sa chovajú psy a mačky.

6.18. Priamo v sekciách je zakázané umývať a dezinfikovať klietky, kŕmidlá a napájačky.

6.19. Pred koncom pracovného dňa v sekciách sa podlaha vyčistí za mokra pomocou 1% roztoku chloramínu alebo iného dezinfekčného prostriedku. Minimálne raz za mesiac sa koná sanitárny deň, počas ktorého sa upratujú všetky priestory. Postup vedenia sanitárneho dňa určuje vedúci vivária.

6.20. Dezinfekciu, čistenie a umývanie klietok, kŕmidiel, napájačiek a ďalšieho vybavenia vykonávajú pracovníci špeciálne určení na oddelení dezinfekcie a umývania. Za sledovanie účinnosti čistenia a dezinfekcie zariadení je zodpovedný veterinárny lekár vivária.

6.21. Podmienky zberu, skladovania, odvozu (alebo zneškodňovania) odpadu (podstielka, hnoj, zvyšky krmív a pod.) musia byť stanovené v každom konkrétnom prípade po dohode s miestnymi úradmi a inštitúciami Rospotrebnadzor. Pri práci s infikovaným materiálom je potrebné neutralizovať odpad autoklávovaním alebo ošetrením dezinfekčnými roztokmi.

6.22. V sekciách s pokusnými zvieratami by sa malo neustále monitorovať podmienky teploty a vlhkosti. Na kontrolu kvality ovzdušia v priestoroch, kde sa chovajú zvieratá, sa odporúča periodicky (2 - 3x mesačne) zisťovať koncentráciu škodlivých plynov (dioxidu a amoniaku).

6.23. Presun zvierat na pokusy sa vykonáva podľa jednorazových požiadaviek v súlade s každoročnou žiadosťou z laboratórií schválenou vedúcim ústavu. Práca so zvieratami je povolená len v hodinách určených v dennom poriadku vivária.

6.24. Ak sa v sekciách nájdu choré zvieratá, tieto sa s vedomím experimentátora zlikvidujú alebo presunú na izolačné oddelenie. Otázka ďalšieho využitia chorých zvierat sa rieši najneskôr do dvoch dní.

6.25. Pred posmrtným vyšetrením sa mŕtvoly zvierat uchovávajú v špeciálnej chladničke najviac jeden deň, potom sa musia zlikvidovať. Skladovanie mŕtvych zvierat v klietkach a na podlahe v experimentálnych sekciách je prísne zakázané.

6.26. Patoanatomickú pitvu zvierat vykonáva experimentátor. V prípade úhynu zvieraťa, bez ohľadu na pokus, je pri pitve prítomný viváriový veterinár.

6.27. Každý prípad smrti alebo núteného zabitia zvierat sa musí zaznamenať v osobitnom denníku.

6.28. Nepovolaným osobám je bez osobitného povolenia zakázaná návšteva vivária. Zamestnanci zariadenia vykonávajúci práce v teráriu sú povinní:

dodržiavať stanovené pravidlá denného režimu a prevádzkovej doby vivária;

vykonávať systematické pozorovania svojich pokusných zvierat;

viesť primárnu dokumentáciu, promptne vypĺňať štítky na klietkach s pokusnými zvieratami;

navštevovať len tie priestory terária, v ktorých sa nachádzajú zvieratá pridelené tomuto zamestnancovi;

po ukončení pokusov alebo akejkoľvek inej prebiehajúcej práce s pokusnými zvieratami opustiť pracovisko v riadnom poriadku;

sledovať včasné odpisovanie pokusných zvierat, ktoré opustili experiment, uhynuli alebo boli násilne zabité;

informovať špecialistov vivárií o všetkých zaznamenaných prípadoch chorôb u pokusných zvierat, ako aj včas upozorniť špecialistov na vivária o údajných patologických stavoch zvierat v súlade s podmienkami pokusu.

6.29. Zamestnanci ústavu vykonávajúci práce v teráriu s pokusnými zvieratami majú zakázané dávať pracovníkom akékoľvek pokyny na zmenu režimu chovu a kŕmenia zvierat bez súhlasu odborníkov terária.

6.30. Keď zamestnanci tejto inštitúcie vykonávajú spoločný výskum na zvieratách v iných inštitúciách, práca týchto zamestnancov vo viváriu (klinike) ich ústavu (ústavu) je po túto dobu zakázaná.

6.31. Všetky úkony, ktoré môžu laboratórnym zvieratám spôsobiť bolesť (operácie, totálne vykrvácanie, implantácia senzorov atď., ako aj nútené zabíjanie zvierat), sa musia vykonávať v anestézii. Ak je podľa podmienok experimentu použitie anestézie kontraindikované, všetky vyššie uvedené činnosti sa musia vykonať čo najskôr.

6.32. Počas pokusu musí zamestnanec vykonávajúci tento pokus dodržiavať nasledujúce pravidlá humánneho zaobchádzania s laboratórnymi (pokusnými) zvieratami.

V prípadoch, keď je zamýšľaný chirurgický zákrok alebo experiment s bolestivou stimuláciou, by sa mala pred priviazaním zvieraťa k stroju vykonať anestézia.

Výpočet množstva anestetickej látky by sa mal vykonať na 1 kg alebo 1 g hmotnosti zvieraťa. Názov látky a jej množstvo je potrebné zaznamenať nielen v protokole o pokuse, ale aj v osobitnej karte.

Počas experimentu, keď sa ukáže, že je dlhší, ako sa pôvodne predpokladalo, je potrebné dodatočné podávanie anestetických látok.

Ak by sa mal akútny pokus skončiť smrťou zvieraťa, potom je experimentátor povinný zviera usmrtiť skôr, ako pominie účinok anestetickej látky.

Po ukončení chirurgického zákroku musí byť zviera prenesené do pooperačnej miestnosti na špeciálnych nosidlách, čím sa eliminuje možnosť posunutia tkaniva, divergencie stehov atď.

Experimentátor musí predvídať možnosť bolesti u zvieraťa v pooperačnom období a predpísať lieky proti bolesti.

7. Počet personálu v teráriu

7.1. Personálne obsadenie personálu vivária sa určuje v závislosti od objemu a charakteru experimentálneho výskumu, ako aj od počtu laboratórnych zvierat. V tomto prípade je potrebné vychádzať z nasledujúcich noriem pre zaťaženie zvierat jedného druhu na jedného ošetrovateľa (s prihliadnutím na normy pre umiestnenie zvierat do klietok).

Živočíšne druhy
Živočíšne druhy	zvierat




morčatá

Keď jedna osoba obsluhuje zvieratá viacerých druhov, výpočet sa vykonáva na základe vyššie uvedených noriem. V každom konkrétnom prípade je potrebné pri stanovovaní noriem pre záťaž starostlivosti o zvieratá na pracovníka prihliadať na typ klietok, stupeň mechanizácie výrobných procesov, druh kŕmenia (prírodné krmivo alebo granulované), frekvenciu, charakter a charakteristika uskutočneného výskumu a pod.

7.2. Pri práci s rádioaktívnymi látkami alebo obzvlášť nebezpečnými infekciami, ako aj pri chove druhov zvierat neuvedených v tabuľke. , štandardy služieb stanovuje vedúci vedeckej inštitúcie na základe načasovania jednotlivých operácií a s prihliadnutím na aktuálne štandardy služby hospodárskych zvierat.

8. Pravidlá osobnej hygieny zamestnancov terária

8.1. Pracovníci vivária musia mať k dispozícii špeciálny odev, bezpečnostnú obuv, mydlo a uteráky v súlade s platnými predpismi.

8.2. V miestnostiach so zvieratami, v kŕmnej kuchyni, na oddelení dezinfekcie a umývania je potrebné mať dezinfekčné roztoky na dezinfekciu rúk.

8.3. Zamestnanci vivária musia:

pred začatím práce vyzlečte vrchný odev, obuv, oblečte si kombinézu, bezpečnostnú obuv;

po dokončení práce (najlepšie pred začatím práce) podstúpiť ošetrenie v sanitárnom bloku (sprchovať sa alebo kúpať);

domáce oblečenie a pracovné odevy zaveste len do rôznych priehradiek individuálneho šatníka;

pravidelne (ale aspoň raz za mesiac) dezinfikujte svoje jednotlivé skrinky;

Na konci každej jednotlivej fázy práce v súlade s denným režimom, ako aj pred jedlom si umyte a dezinfikujte ruky.

8.4. Vo výrobných priestoroch vivária je prísny zákaz jedenia a fajčenia.

8.5. Osoby novoprijaté na prácu s laboratórnymi zvieratami sa musia podrobiť lekárskej prehliadke vrátane vyšetrenia na prítomnosť patogénov tuberkulózy a celej skupiny črevných infekcií. Následné vyšetrenia sa vykonávajú najmenej raz ročne. V teráriu nesmú pracovať pacienti s tuberkulózou, pohlavnými chorobami, kožnými a inými infekčnými chorobami.

8.6. Pri pokusoch na zvieratách s infekčnými patogénmi, ktoré sú nebezpečné pre ľudí, sa pracovníci vivária podrobujú preventívnej imunizácii.

Hovädzí dobytok

Zviera sa skrotí stláčaním nosovej priehradky prstami, Garmami, Nikolaevovými kliešťami, krúžkami v nose alebo pohyb je obmedzený držaním za rohy s povrazom, za krk, hlavu a druhú slučku okolo nosa. Zadné končatiny sú zaistené lanovou slučkou, ktorá je umiestnená na oboch končatinách mierne nad pätami. Pri strihaní a strihaní kopýt na panvových končatinách zvierat sa môže použiť kývnutie holene.

Býci sú zaistení pomocou nosných krúžkov a pevného golierového popruhu s reťazou.

Plemenné býky, bez ohľadu na ich povahu, sa privádzajú na vyšetrenie len na ohlávke a musia používať nosnú palicu (karabínu) dlhú asi 2 m, ktorá je pripevnená k nosnému krúžku, čím sa zabráni náhlemu útoku zvieraťa na človeka.

Lýtka sa držia rukami za krk, uši alebo pomocou slepej krčnej slučky so špeciálnym uzlom a priväzujú sa lanom k stojanu.

Zvieratá sa fixujú v stoji uchopením hornej čeľuste kovovým lankom a držiakom rukoväte alebo v stroji jednoduchej konštrukcie.

Je vhodné držať výkrmové mladé zvieratá a prasničky pomocou klieští navrhnutých K.P. Soloviev. Opatrnosť je potrebná pri práci s kancami, staršími ošípanými a dojčiacimi prasnicami, najmä s tými, ktoré sú zatvorené v kotercoch.

Kozy a ovce

Zvieratá sú držané za rohy alebo krk. V prípade potreby ho upevnite v polohe na chrbte na stole.

Kone sú pripútané tak, aby nemohli udrieť prednými a zadnými končatinami alebo uhryznúť. Ku koňom by sa malo pristupovať trochu zboku, v smere k pleci a lopatke, najlepšie z ľavej strany, pretože kôň si na to pri používaní zvykne. Pristupujú k hlave, ľavou rukou vezmú ohlávku, uzdu alebo hrivu a pravou rukou hladia a potľapkajú krk, kohútik, potom lopatku a plece. Ak je zviera držané bez vodítka v stajni, malo by sa zavolať, aby na seba upútalo pozornosť, kývalo a vyslovovalo milé slová. Je potrebné, aby kôň stál hlavou k človeku.

K zvieraťu v koterci alebo na závesnom stĺpe by sa nemalo pristupovať zozadu, ale trochu zboku na strane, kam sa pozerá.

Pri termometrii, rektálnom vyšetrení, či rôznych lekárskych manipuláciách je v záujme zaistenia bezpečnosti práce veterinárneho odborníka potrebné nadvihnúť hrudnú končatinu na strane, z ktorej odborník manipuluje, prípadne pripútať na jednu resp. obe zadné končatiny.

Hrudná končatina sa fixuje tak, že ju nadvihnete kefou alebo stopkou a ohnete ju v zápästnom kĺbe. Zároveň stoja na boku zvieraťa chrbtom k hlave. Zdvihnutá končatina sa drží oboma rukami a pri dlhšej manipulácii - pomocou postroja alebo lana prehodeného cez chrbát. Zdvihnutú končatinu zvieraťa si nemôžete položiť na koleno, pretože zviera bude mať štvrtý oporný bod, ktorý nie je pre ľudí bezpečný. Lano by nemalo byť priviazané k žiadnemu predmetu alebo omotané okolo tela zvieraťa, pretože ak nečakane spadne, kôň nebude môcť rýchlo uvoľniť končatinu. Pri vyšetrovaní zadných častí tela je panvová končatina fixovaná. Stojac pri kríži koňa, čelom k chvostu, jednou rukou sa opierajú o mucklock a druhou zľahka potľapkajú nohu zhora nadol, nadvihnú ju, zapnú remienok alebo si navlečú slučku lana, ktorá sa potom prevlečená medzi predné končatiny, omotaná okolo krku a zviazaná nestiahnuteľnou slučkou. Pri štúdiu tvrdohlavých zvierat a na skrotenie nepokojných koní sa používajú twistre a kliešte na pery. Ak chcete použiť zákrut, musíte vložiť ruku do slučky zákrutu. Uchopte hornú peru, potiahnite ju dopredu, ľavou rukou posuňte otočnú slučku na peru a pevne ju otočte. Zvieratá môžu byť bezpečne pripútané v špeciálnych strojoch. V koterci sa odporúča koňa uviazať na nosidlá a aby sa tvrdohlavé zviera neprevrátilo, pod brucho umiestniť popruhy.

Ťavy

Ťavy sa dodávajú na výskum na ohlávke. K ťavám treba pristupovať opatrne, najlepšie zboku (zo strany hrudných končatín). Metódy krotenia týchto zvierat sú rovnaké ako u dobytka a koní. Malo by sa brať do úvahy špecifické správanie týchto zvierat. Je vhodné, aby ťavy zabezpečil personál, ktorý sa o ne neustále stará.

Vták je fixovaný tak, že ho držíte v jeho prirodzenej polohe za končatiny a krídla, bez stláčania hrudníka, aby nedošlo k uduseniu. Pri práci s vodným vtáctvom (husi, kačice) musíte držať hlavu, aby ste sa nedostali do oka, a vykonávať manipuláciu na dĺžku paže.

Kožušinové zvieratá

Zvieratá sú držané špeciálnymi kliešťami alebo rukami v plátenných palčiakoch (s bavlnenou podšívkou). Položte na stôl a jednou rukou držte krk, druhou trup. Ústna dutina sa dá otvoriť pomocou zívačiek navrhnutých V.L. Berestova, odporúča sa použiť špeciálne náhubky. Zvieratá môžete zaistiť do sieťových pascí, použiť analgetiká alebo trankvilizéry s lokálnymi anestetikami, ako aj anestetikum.

S pomocou majiteľa sa zvieratám nasadí náhubok alebo sa im zaviaže ústa pevným vrkočom. Na tento účel sa na vrch čeľuste umiestni vrkoč, ktorý sa zviaže jednoduchým uzlom pod spodnou čeľusťou a nakoniec sa v zadnej časti hlavy zaistí námorným uzlom. Pri podozrení na besnotu, ako aj na nahnevané a nepokojné psy je lepšie umiestniť ich do špeciálnej kovovej klietky, ktorej jedna strana ju posúva a zviera. Na fixáciu psov v polohe na chrbte sa používa operačný stôl pre malé zvieratá, ktorý im umožňuje zaujať akúkoľvek polohu vhodnú pre prácu.

Pri bolestivých manipuláciách sú zvieratá fixované v špeciálnom látkovom rukáve alebo zabalené do uteráka, pričom časť tela, ktorá sa má skúmať, je ponechaná voľná. Náhubok sa dá zviazať ako psovi a nohy sa dajú zaistiť rukami v kožených alebo gumených rukaviciach.

. SNiP 23.05-95. Prirodzené a umelé osvetlenie.

. OSN-APK 2.10.24.001-04. Priemyselné normy pre osvetlenie poľnohospodárskych podnikov, budov a stavieb.

. SNiP 2.04.01-85*. Vnútorný vodovod a kanalizácia budov.

. SaNPiN 2.1.4.1074-01. Pitná voda. Hygienické požiadavky na kvalitu vody systémov centralizovaného zásobovania pitnou vodou. Kontrola kvality.

Zoradiť podľa čísla dokumentu Zoradiť podľa dátumu zavedenia. Hygiena laboratórnych zvierat Podmienky udržiavania teploty laboratórnych zvierat